L’essaimage en pratique : prévenir, contrôler et valoriser
L’essaimage est le mode naturel de reproduction de la colonie. Pour l’apiculteur, il peut réduire le rendement et diviser les colonies de manière incontrôlée — mais il peut aussi servir à une multiplication ciblée, à la formation de nucléus vigoureux et à l’exploitation d’une rupture de couvain. Cet article pratique traduit les connaissances biologiques de l’article de référence ApiSavoir sur l’essaimage en décisions concrètes au rucher.
1. Bien situer l’essaimage
Lors de l’essaimage, ce n’est pas la reine seule qui se reproduit, mais la colonie en tant qu’unité sociale. L’essaim primaire quitte la ruche avec l’ancienne reine fécondée et une grande partie des ouvrières adultes. La colonie mère conserve en revanche les rayons, le couvain, les réserves et une partie des ouvrières, mais elle doit rétablir sa fonction reproductrice au moyen d’une jeune reine. Elle peut aussi poursuivre temporairement la division en émettant un ou plusieurs essaims secondaires.
La division est plus asymétrique que ne le laisse penser l’idée courante d’« environ la moitié de la colonie ». Dans une mesure directe de divisions naturelles, environ trois quarts des ouvrières adultes sont parties en moyenne avec l’essaim primaire, avec toutefois une variation entre colonies (Rangel & Seeley, 2012). Pour la pratique, cela signifie qu’après le départ, l’essaim dispose d’une grande force de travail mobile, mais d’aucun rayon ni couvain ; la colonie mère possède l’infrastructure, mais dépend du développement puis de la fécondation réussie d’une nouvelle reine.
![]()
Évolution saisonnière du couvain et de Varroa : la dynamique réelle dépend fortement du site, de l’année, de la miellée, de la taille de la colonie et du mode de conduite.
Le développement de la population au printemps est donc central pour la période d’essaimage. Aucun chiffre isolé ne décide de l’issue : il faut considérer ensemble la quantité de couvain, les vagues d’émergence, le nombre d’abeilles adultes, l’offre alimentaire, l’utilisation de l’espace, la reine, la météo et la génétique. Les comparaisons européennes montrent que le génotype comme le site influencent le comportement d’essaimage ; l’environnement peut exercer un effet très important sur l’expression du caractère (Uzunov et al., 2014).
![]()
L’apiculteur influence le développement de la colonie et la dynamique d’essaimage par l’agrandissement de l’espace, le nourrissement, la conduite des reines, la formation de jeunes colonies et la gestion sanitaire.
Une colonie forte n’est donc pas « trop forte », mais capable de se reproduire. La tâche pratique n’est pas d’empêcher la force en soi, mais de décider si cette force doit être orientée vers la récolte de miel, la formation de nucléus ou la division naturelle de la colonie.
2. Reconnaître la fièvre d’essaimage : un processus, pas un déclencheur unique
La préparation ne commence pas avec la première cellule royale visible. Des modifications démographiques, sociales et physiologiques précèdent l’étape où l’élevage royal devient évident. Il n’existe ni « jour zéro » universel ni durée fixe de la préparation à l’essaimage.
La recherche n’a pas davantage identifié un déclencheur unique valable dans toutes les colonies. Il est particulièrement bien établi qu’une forte densité d’abeilles adultes peut augmenter la propension à essaimer. En revanche, la restriction expérimentale de la seule surface disponible pour la ponte n’a pas produit le même effet (Simpson & Riedel, 1963 ; Simpson & Greenwood, 1975). « La reine n’a plus de place pour pondre » est donc une explication trop simple si elle est utilisée seule.
![]()
Beaucoup de couvain operculé, peu de couvain ouvert et une zone de couvain très densément occupée peuvent, en pratique, annoncer une forte vague d’émergence. Ce rapport n’est toutefois pas un seuil validé de l’essaimage.
2.1 Ce que l’apiculteur peut réellement observer dans la colonie
En pratique, une forte occupation du nid à couvain résulte souvent de plusieurs caractéristiques présentes simultanément :
- un très grand nombre d’abeilles adultes dans un espace fortement occupé ;
- de grandes surfaces de couvain operculé proches de l’émergence ;
- relativement peu de couvain ouvert par rapport au couvain operculé, ce qui modifie temporairement la structure démographique du couvain ;
- du nectar ou du pollen dans le nid à couvain et moins de cellules immédiatement disponibles ;
- une modification de l’activité de construction et de l’occupation de l’espace ;
- les premières cellules royales d’essaimage contenant des œufs ou des larves activement nourries ;
- une diminution de la ponte ou d’autres modifications visibles de l’activité de l’ancienne reine ;
- une évolution rapide de plusieurs de ces caractéristiques entre deux contrôles.
2.2 La reine agit au sein d’un système social d’information
L’ancienne idée selon laquelle l’essaimage commencerait simplement parce que les phéromones de la reine se « diluent » dans une grande colonie est trop mécaniste. Une partie de l’information sur la fertilité de la reine est relayée par des ouvrières qui entrent en contact avec elle puis transmettent cette information au sein du réseau social de la colonie (Richardson et al., 2024).
La phéromone mandibulaire royale n’est par ailleurs qu’une composante du système. Son effet inhibiteur sur l’élevage royal diminue lorsqu’elle agit seule pendant plusieurs jours, tandis que la présence d’œufs et de très jeunes larves apporte une information reproductive complémentaire (Pettis et al., 1995, 1997). La réponse des ouvrières dépend également de leur propre état, du génotype et de la saison (Pankiw et al., 1994).
![]()
La reine fait partie d’un système social d’information. Un mécanisme simple du type « moins de phéromone d’empreinte tarsale = cellules royales » n’explique pas la préparation de l’essaimage. Photo : S. Imboden
L’observation pratique selon laquelle des cellules royales apparaissent ou disparaissent parfois après une réorganisation spatiale reste donc intéressante. Elle doit toutefois être interprétée comme la conséquence possible d’une modification globale du système social et spatial et non comme la preuve d’un mécanisme phéromonal unique.
2.3 Les cellules royales indiquent un stade — pas à elles seules un point de non-retour
Une ébauche vide est peu informative. Une cellule contenant un œuf indique une étape supplémentaire, mais l’élevage peut encore être interrompu. Une jeune larve activement nourrie dans une cellule d’essaimage montre en revanche que la colonie investit déjà effectivement dans l’élevage royal. Plusieurs cellules operculées associées à d’autres signes convergents correspondent en pratique à un stade avancé.
Allen (1965) a montré que des élevages royaux peuvent être commencés puis interrompus et que l’apparition de cellules royales ne conduit pas nécessairement à un essaim. Une cellule operculée isolée ne représente donc pas une frontière biologique absolue. Dans une colonie fortement occupée, dont la reine réduit sa ponte et qui possède plusieurs cellules d’essaimage avancées, le risque pratique est cependant nettement plus élevé.
![]()
Les cellules royales d’essaimage sont un signal d’alerte important. Il faut considérer leur contenu, l’intensité des soins, leur stade de développement et surtout la dynamique entre deux contrôles.
2.4 Le mauvais temps peut « accumuler » les départs d’essaims
L’observation bien connue selon laquelle de nombreux essaims partent soudainement après plusieurs journées froides ou pluvieuses est plausible et en partie directement documentée. Dans une analyse de 1 335 événements d’essaimage en Allemagne, les départs étaient rares les jours de pluie et augmentaient lors du retour de conditions chaudes favorables au vol (Henneken et al., 2012). Fell et al. (1977) avaient déjà décrit que de mauvaises conditions de vol pouvaient retarder le départ de colonies déjà préparées.
Le premier jour chaud ne « crée » donc pas nécessairement la fièvre d’essaimage. Il peut plutôt permettre à plusieurs colonies déjà prêtes de partir dans une même fenêtre météorologique. Par mauvais temps, davantage de butineuses restent aussi dans la ruche, ce qui peut augmenter temporairement la densité locale des abeilles ; cette seconde chaîne causale est biologiquement plausible, mais n’a pas été directement démontrée comme déclencheur de l’essaimage (Riessberger & Crailsheim, 1997).
3. De la colonie préparée à l’essaim primaire
|
Reconnaître ce qui se passe dans les derniers jours avant le départ et quels signaux mobilisent un essaim déjà préparé. |
Lorsque la préparation à l’essaimage est avancée, ce n’est pas seulement le nid à couvain qui change. L’ancienne reine est progressivement préparée au vol. Sa masse corporelle diminue pendant la préparation, en relation temporelle avec l’élevage des futures reines (Morse et al., 1966). Les ouvrières modifient également leur alimentation de la reine et certains signaux mécaniques ou vibratoires susceptibles d’influencer son comportement et son activité reproductive (Pierce et al., 2007).
Les ouvrières se préparent elles aussi. Avant le départ, les abeilles de l’essaim transportent davantage de nourriture dans leur jabot ; les données disponibles soutiennent l’existence d’une réserve énergétique transportable distribuée collectivement, plutôt qu’un stockage général et massif de réserves corporelles supplémentaires (Combs, 1972 ; Leta et al., 1996). Cette énergie devient ensuite disponible pour le vol, la thermorégulation et la construction des rayons.
Il n’existe pas de durée biologique universelle entre le début de la préparation et le départ. Les délais pratiques observés à partir des premiers signes visibles décrivent seulement une partie déjà avancée du processus.
3.1 L’essaim primaire part normalement avec l’ancienne reine
L’essaim primaire quitte la colonie avec l’ancienne reine fécondée. Il part donc en principe avant les essaims secondaires ultérieurs, qui sont accompagnés de jeunes reines, le plus souvent non fécondées. Une représentation ancienne selon laquelle l’émergence de la première jeune reine déclencherait normalement l’essaim primaire est trompeuse : les signaux des jeunes reines, tooting et quacking, interviennent surtout dans la régulation de la phase qui suit le départ de l’essaim primaire.
![]()
Les jeunes reines et leurs signaux vibratoires jouent surtout un rôle dans la régulation d’éventuels essaims secondaires — ils ne constituent pas le déclencheur normal de l’essaim primaire.
3.2 Juste avant le départ, la préparation devient mouvement
Une petite fraction des ouvrières peut déjà explorer des sites de nidification avant le départ de l’essaim primaire (Rangel et al., 2010). Il faut distinguer cette recherche de la décision collective qui sera ensuite consolidée par les éclaireuses, notamment à partir de la grappe.
Peu avant le départ, le worker piping contribue à préparer les ouvrières au vol et à synchroniser leur activation (Seeley & Tautz, 2001). Les buzz-runs accompagnent la forte activation collective immédiatement avant le décollage (Rittschof & Seeley, 2008).
Il n’existe donc pas de « bouton de départ » unique. Un état déjà préparé, des conditions météorologiques compatibles avec le vol, les signaux d’activation et la dynamique spatiale des abeilles agissent ensemble.
![]()
Le départ d’un essaim primaire est spectaculaire — biologiquement, il représente l’unité mobile issue de la division de la colonie, pas la fin du processus.
4. Essaim primaire, choix du nid et essaims secondaires
L’essaim primaire ne vole généralement pas immédiatement vers son logement définitif. Il forme souvent d’abord une grappe à proximité. Cette grappe n’est pas un rassemblement passif : elle maintient les abeilles ensemble, régule la température et les charges mécaniques, sert de base aux éclaireuses et permet de poursuivre la décision collective sur le futur site de nidification.
![]()
La grappe d’essaim est une colonie temporaire et fonctionnelle sans rayons. Certaines éclaireuses peuvent commencer leur recherche avant le départ, puis celle-ci se poursuit à partir de la grappe.
4.1 Tout l’essaim ne cherche pas
Seule une minorité d’ouvrières explore des cavités. Ces éclaireuses inspectent des nids potentiels, reviennent et recrutent d’autres éclaireuses par leurs danses. La recherche peut couvrir un espace considérable ; dans une étude de terrain récente, les danses d’essaims indiquaient de nombreux sites alternatifs et parfois des distances de plusieurs kilomètres (Visick et al., 2024).
La décision n’est pas un vote dans lequel chaque abeille disposerait d’une voix. Elle est mieux décrite comme une combinaison d’évaluation individuelle, recrutement différentiel, diminution progressive du soutien aux options, inhibition réciproque et quorum. Lorsqu’un nombre suffisant d’éclaireuses est présent au même site, la colonie passe progressivement de la comparaison des options à la préparation du départ. La reine ne choisit pas le site de nidification.
4.2 Qu’est-ce qui rend un site de nidification attractif ?
Les expériences classiques ont mis en évidence des préférences pour certaines caractéristiques : un volume intermédiaire — environ 40 litres dans les expériences historiques —, une ouverture relativement petite, une entrée plutôt située dans la partie inférieure de la cavité et une certaine hauteur au-dessus du sol (Seeley & Morse, 1978). Des travaux récents sur des cavités naturelles d’arbres en Europe centrale montrent que les logements effectivement occupés peuvent présenter une diversité importante ; les résultats classiques ne définissent donc pas une « ruche idéale » universelle (Rutschmann & Kohl, 2026).
Les odeurs peuvent favoriser la découverte d’un site. Les odeurs d’anciens rayons et les signaux de Nasonov peuvent notamment augmenter son attractivité (Schmidt, 2001). Pour les boîtes à essaim, cela signifie : l’attractivité augmente la probabilité d’être découvert ; elle ne garantit ni la qualité biologique du site ni qu’il l’emporte sur toutes les autres options.
4.3 Les essaims secondaires prolongent la même division
Dans la colonie mère, plusieurs jeunes reines peuvent atteindre presque simultanément la maturité. Une reine déjà libre produit un tooting, tandis que des reines mûres encore dans leurs cellules répondent par un quacking. Les ouvrières peuvent retarder l’émergence de certaines jeunes reines et participent ainsi activement à la régulation de la suite du processus (Grooters, 1987).
Lorsqu’un essaim secondaire est émis, il est généralement plus petit que l’essaim primaire et accompagné d’une jeune reine, le plus souvent encore non fécondée. Cette nouvelle unité rencontre donc un goulot d’étranglement supplémentaire : la reine doit d’abord être fécondée avec succès avant que de nouvelles ouvrières puissent être produites.
![]()
Les essaims secondaires sont généralement plus petits et emportent une jeune reine, souvent encore non fécondée. Leur développement est donc plus exigeant sur les plans temporel et démographique.
5. Capturer et enrucher un essaim
Un essaim capturé n’est pas un « groupe résiduel », mais une unité fondatrice très active : il possède une grande population d’ouvrières, des réserves énergétiques transportables et — dans le cas d’un essaim primaire — une reine déjà fécondée. En revanche, l’origine, la génétique et l’état sanitaire des essaims étrangers sont souvent inconnus.
![]()
Capture d’un essaim à Montfavet vers 1900 : le principe reste le même — récupérer autant que possible la reine et la masse principale de la grappe ensemble.
5.1 Un déroulement pratique
- Calmer la grappe : si nécessaire, la vaporiser légèrement avec de l’eau propre. Il n’est pas nécessaire d’utiliser de l’eau sucrée pour alourdir les ailes, et celle-ci peut laisser des surfaces collantes.
- Récupérer la masse principale : secouer la grappe dans une boîte à essaim ou une ruchette bien ventilée, ou la brosser délicatement.
- Observer l’entrée : laisser la boîte à proximité, à l’ombre, avec l’entrée ouverte afin que les abeilles encore en vol puissent rejoindre la reine ou la grappe principale.
- Fermer le soir : ne transporter la boîte que lorsque la grande majorité des abeilles est rentrée.
- Enrucher : installer l’essaim dans une ruche propre offrant suffisamment de surfaces de construction. Les essaims primaires peuvent souvent être enruchés directement.
- Évaluer les réserves alimentaires : en l’absence de miellée ou pour un petit essaim, nourrir selon les besoins ; en bonne miellée, un nourrissement important et systématique n’est pas nécessaire.
- Profiter de la fenêtre Varroa : tant que l’essaim est effectivement dépourvu de couvain, cette phase peut être mise à profit pour un traitement à l’acide oxalique contre Varroa destructor, conformément au concept suisse de lutte et aux conditions d’utilisation du produit choisi. L’introduction immédiate d’un cadre de couvain supprime cet avantage.
- Contrôle ultérieur : contrôler la construction des rayons, les réserves et le développement. Dans un essaim primaire, vérifier ensuite la reprise normale du couvain. Dans un essaim secondaire, ne pas conclure trop rapidement à l’orphelinage : la jeune reine doit d’abord effectuer ses vols de fécondation puis commencer à pondre.
![]()
Capturer et enrucher un essaim : l’ombre, la ventilation, une entrée calme et un contrôle ultérieur de la nouvelle colonie sont essentiels.
5.2 Mise à la cave : une option pratique, mais pas une obligation
La mise à la cave est utilisée dans certaines pratiques, notamment pour des essaims artificiels, des unités particulièrement agitées ou lorsqu’un déplacement est prévu. Elle peut favoriser la formation d’une grappe stable. Elle n’est toutefois pas une étape biologique obligatoire pour chaque essaim primaire, et sa durée ne doit pas être considérée comme universelle.
5.3 Leurres et boîtes à essaim
![]()
De nombreux apiculteurs rapportent de bonnes expériences avec les leurres à essaim. Leur probabilité de succès dépend fortement de l’emplacement, de la visibilité, de l’odeur et des alternatives disponibles au même moment.
Les leurres et les boîtes à essaim illustrent bien la manière dont observation pratique et biologie peuvent se rejoindre. Un site facile à découvrir et à l’odeur attractive peut attirer tôt l’attention des éclaireuses. Cela ne garantit toutefois pas la capture : les éclaireuses comparent plusieurs options et la décision dépend de l’ensemble des alternatives effectivement découvertes.
Les vieux rayons peuvent renforcer l’attractivité d’une boîte, mais ils ne devraient être utilisés que lorsque leur origine sanitaire est sûre. L’attraction d’un essaim ne justifie pas d’introduire au rucher des cadres potentiellement contaminés.
L’ancien dicton apicole « essaim de mai vaut de l’or, essaim de juin vaut de l’argent, essaim de juillet ne vaut rien » possède un fondement biologique plausible : plus une nouvelle colonie est fondée tôt, plus elle dispose de temps pour construire des rayons, développer sa population et constituer ses réserves d’hiver. Il ne convient toutefois pas comme calendrier fixe : altitude, déroulement des miellées, climat et année déplacent fortement les fenêtres de développement disponibles.
6. Colonie mère : risques et opportunités après l’essaimage
|
Après le départ, évaluer séparément les deux unités créées et surveiller de façon ciblée la reine, les réserves, Varroa et d’éventuels essaims secondaires. |
Après un essaim primaire, l’apiculteur doit en pratique gérer deux trajectoires distinctes. L’essaim doit construire un nouveau nid et produire une nouvelle génération ; la colonie mère doit traverser la phase des jeunes reines, reprendre une ponte normale et reconstruire sa population.
6.1 La colonie mère a besoin de temps pour sa nouvelle reine
Après l’essaim primaire, plusieurs cellules royales peuvent encore être présentes. Si l’on veut limiter le risque d’essaims secondaires, la pratique apicole consiste notamment à contrôler ces cellules et, selon la méthode choisie, à en réduire le nombre. Cette intervention agit directement sur le nombre de jeunes reines disponibles pour poursuivre la division, mais son résultat dépend du stade de la colonie et de la manière dont les cellules et les reines restantes sont gérées.
Cette pratique comporte aussi un risque : si l’on réduit trop tôt toutes les possibilités à une seule reine encore non éprouvée et que celle-ci se perd lors de l’émergence ou de la fécondation, la colonie peut se retrouver sans solution de remplacement.
Le tooting et le quacking indiquent que de jeunes reines se trouvent dans des états différents ; ils ne prouvent pas automatiquement qu’un essaim secondaire partira le lendemain. Ces signaux doivent être interprétés avec la taille de la colonie, les cellules restantes, la saison et l’évolution observée.
Le SSA recommande actuellement de contrôler la colonie mère environ trois semaines après l’essaimage afin de vérifier la présence d’œufs ou d’une nouvelle reine fonctionnelle et de garantir l’approvisionnement en nourriture. Si la colonie est alors effectivement sans couvain, cette fenêtre peut aussi être exploitée pour un traitement à l’acide oxalique selon les recommandations et usages suisses en vigueur.
6.2 Test d’orphelinage
Une colonie sans couvain visible n’est pas automatiquement orpheline. Une jeune reine peut ne pas encore être fécondée ou ne pas avoir commencé à pondre. Si un doute persiste après un délai approprié, un cadre provenant d’une colonie saine, sans abeilles et contenant des œufs ainsi que de très jeunes larves, peut servir de test pratique.
La construction de cellules de sauveté constitue un indice fort d’absence d’une reine fonctionnellement reconnue. Inversement, l’absence de cellules de sauveté ne constitue pas à elle seule une preuve absolue qu’une jeune reine est présente et fonctionnelle : le contrôle doit être répété et replacé dans la chronologie de la colonie.
6.3 Un essaim est généralement peu défensif — mais il n’est pas « incapable de piquer »
![]()
Les essaims sont souvent moins défensifs qu’une colonie installée dans son nid. Des abeilles isolées peuvent néanmoins piquer si elles sont écrasées, fortement secouées ou autrement perturbées.
Un essaim ne possède ni couvain ni réserves fixes et ne défend pas encore une cavité de nid établie. C’est pourquoi les essaims sont souvent remarquablement calmes. L’ancienne règle « une abeille gorgée de miel ne pique pas » ne doit cependant pas être prise au pied de la lettre. Les abeilles d’un essaim peuvent elles aussi piquer. Des mouvements calmes, une protection adaptée à la situation et l’évitement des écrasements restent judicieux.
6.4 Varroa : une fenêtre favorable, pas une remise à zéro
L’essaimage répartit les acariens phorétiques entre les unités et crée des interruptions du cycle de couvain. Cela peut freiner temporairement la reproduction de Varroa destructor, mais ne l’élimine pas. Dans des ruchers où les colonies sont très proches, la réinvasion peut ultérieurement réduire cet avantage initial (Seeley & Smith, 2015). Un essaim capturé ne doit donc pas être considéré comme exempt de Varroa.
Un « essaim sanitaire » qui serait déclenché spécifiquement par une forte infestation de Varroa n’est pas établi scientifiquement comme une catégorie propre. Le bénéfice sanitaire éventuel d’une division et de sa rupture de couvain doit être distingué du facteur qui déclenche la reproduction par essaimage.
6.5 La survie des essaims vivant librement varie fortement selon les contextes
![]()
Les colonies vivant librement peuvent survivre pendant des durées très variables. Varroa et les virus constituent des risques majeurs, mais il n’existe pas de règle universelle selon laquelle « sans traitement, tout essaim meurt dans les deux ans ». Photo : S. Imboden
Les taux de survie des colonies vivant librement varient fortement entre régions et études. Climat, ressources alimentaires, qualité des cavités, génétique, Varroa, virus et réinvasion agissent ensemble. Pour la pratique, la conclusion reste néanmoins claire : un essaim capturé d’origine inconnue doit être contrôlé sur le plan sanitaire et intégré au concept Varroa du rucher.
7. Qu’est-ce qui peut favoriser l’essaimage ?
La liste suivante n’est volontairement pas une liste de « déclencheurs ». Elle décrit des facteurs et des configurations qui peuvent être associés à une probabilité plus élevée d’essaimage ou servir de signaux d’alerte en pratique :
- Génétique et lignée d’élevage : la propension à essaimer peut être sélectionnée, mais son expression reste fortement dépendante de l’environnement.
- Âge et état de la reine : les colonies conduites avec de jeunes reines montrent en moyenne moins de préparation à l’essaimage dans plusieurs essais ; l’effet est probabiliste et dépend des conditions.
- Forte densité d’abeilles adultes : l’un des facteurs précoces les mieux soutenus expérimentalement.
- Fortes vagues d’émergence : une grande quantité de couvain operculé peut produire en peu de temps un grand nombre d’abeilles adultes.
- Utilisation de l’espace : un manque d’espace fonctionnel pour les abeilles adultes, le stockage ou la construction peut être pertinent ; le seul manque de cellules de ponte n’explique pas le processus.
- Forte miellée ou modification rapide des flux de ressources : ces changements influencent simultanément le stockage, la construction, l’activité de butinage et l’utilisation des cellules.
- Mauvais temps : il peut retarder des départs déjà préparés et les regrouper dans le temps lors du retour de conditions favorables ; un effet supplémentaire via une densité accrue d’abeilles dans la ruche est plausible, mais non démontré comme chaîne causale complète.
- Nourrissement liquide important pendant une phase de forte croissance : il peut constituer un flux supplémentaire de ressources et modifier l’utilisation des cellules ; la chaîne « sirop → nid rempli → davantage d’essaims » n’est pas directement démontrée.
- Volume, chaleur et ventilation : ces facteurs peuvent interagir avec l’état du Volk, mais ne doivent pas être compris comme un simple déclencheur thermique.
- Cellules royales d’essaimage avec larves activement nourries : elles montrent que la colonie est entrée dans une phase plus avancée. Plusieurs cellules avancées associées à d’autres signes convergents indiquent un risque pratique élevé, sans constituer à elles seules une certitude de départ.
8. Prévenir, contrôler et valoriser
|
Adapter la méthode au stade biologique et à son propre objectif — plutôt que de considérer toute intervention comme une simple « prévention de l’essaimage ». |
La leçon pratique la plus importante est la suivante : le stade de la colonie compte au moins autant que le nom de la méthode. Donner de l’espace avant qu’une préparation stable ne s’installe, modifier une colonie qui élève déjà activement des reines et récupérer un essaim dont le départ est imminent répondent à trois problèmes biologiquement différents.
8.1 Commencer par définir l’objectif
- Prévenir : réduire la probabilité qu’une préparation stable à l’essaimage ne s’installe.
- Modifier une préparation déjà engagée : changer nettement la population, la future vague d’émergence, le couvain, la reine, la ponte ou l’organisation spatiale et sociale.
- Contrôler la perte : éviter de perdre la reine et les abeilles alors que la dynamique d’essaimage persiste. Empêcher la perte de l’essaim n’est pas empêcher l’essaimage.
- Valoriser la dynamique reproductive : utiliser délibérément la division pour former des nucléus, des essaims artificiels ou d’autres jeunes colonies.
8.2 Prévenir tôt : reine, espace et croissance
L’utilisation planifiée de jeunes reines bénéficie d’un appui expérimental direct. Forster (1969) a observé nettement moins de préparation à l’essaimage avec de jeunes reines dans les conditions de son essai ; Hauser et Lensky (1994) ont également rapporté moins de cellules royales d’essaimage avec des reines plus jeunes. Ce n’est pas une garantie, mais c’est un levier préventif étayé.
Un espace suffisant est également biologiquement pertinent — mais pas sous la forme d’une simple règle en litres ou d’une seule surface de ponte. L’agrandissement doit intervenir assez tôt et tenir compte de la population réellement présente, du couvain proche de l’émergence, des surfaces de stockage et de l’activité de construction. Les recommandations actuelles du SSA mentionnent notamment l’adaptation du volume, la pose à temps des hausses et la formation de jeunes colonies parmi les mesures de conduite visant à limiter l’essaimage.
Laisser construire des cadres à mâles peut faire partie de la conduite printanière ; la découpe du couvain de mâles sert avant tout à réduire la reproduction de Varroa et ne doit pas être présentée comme une méthode fiable de prévention de l’essaimage à elle seule.
L’inversion des corps, le déplacement de certains cadres ou l’ombrage estival font également partie de pratiques courantes. Ces interventions peuvent modifier l’occupation de l’espace, l’activité de construction, la température et les déplacements dans la colonie. Leur usage pratique peut être pertinent ; leur effet spécifique sur le départ naturel d’un essaim est toutefois moins bien isolé expérimentalement que l’effet préventif de jeunes reines.
Il faut également distinguer le remérage planifié avant la période d’essaimage d’un remplacement aigu, du retrait ou de l’encagement de la reine dans une colonie déjà fortement engagée. Le fait qu’une jeune reine réduise la propension à essaimer en prévention ne démontre pas qu’un remérage tardif mette fin de manière fiable à une préparation avancée.
8.3 Suppression des cellules royales : un outil important, mais pas un reset démontré
Supprimer les cellules royales empêche le développement immédiat des reines concernées. Cela ne prouve toutefois pas que l’état reproductif de la colonie ait disparu. Les contrôles répétés sont donc essentiels. Le SSA recommande actuellement, lorsque cette méthode est choisie, de supprimer toutes les cellules royales d’essaimage tous les 7 à 9 jours.
Cette recommandation correspond à une pratique de conduite. Elle ne démontre pas qu’un contrôle à un intervalle donné « éteigne » biologiquement une préparation avancée. Lorsque des cellules sont reconstruites rapidement, il faut interpréter cette persistance comme une information sur l’état de la colonie et pas seulement comme un problème de cellules oubliées.
8.4 Nucléus, essaim artificiel et division : modifier réellement la démographie
Retirer du couvain et des abeilles modifie bien davantage que le nombre de cellules libres. Selon la méthode, la population adulte, la prochaine vague d’émergence ou les deux diminuent. Maucourt et al. (2018) ont observé moins d’essaimage dans les colonies d’origine après formation de nucléus, sans toutefois isoler la composante responsable de l’effet. Radtke (2010) a en revanche montré que le seul retrait de couvain operculé ne peut pas être considéré comme un reset universel.
En pratique, les divisions bien définies sont donc particulièrement utiles lorsqu’on sait précisément où restent la reine, le couvain, les abeilles adultes et les butineuses. Cela vaut pour la formation de jeunes colonies avec couvain, l’essaim artificiel, une division temporaire avec plancher intermédiaire — connue dans la pratique germanophone sous le nom de Zwischenableger — ou le nucléus de mi-journée.
Pour les procédures suisses, voir également Aide-memoire: 1.4. Aperçu des méthodes de formation des jeunes colonies, Aide-mémoire : 1.4.2 Essaim artificiel et Aide-mémoire : 1.4.7 Division de colonie en fièvre d’essaimage.
8.5 Essaim artificiel : anticiper de manière contrôlée la division naturelle
Avec un essaim artificiel, on crée volontairement une nouvelle unité fondatrice mobile. À un stade avancé, cette division contrôlée peut parfois être plus cohérente que de chercher à restaurer l’état antérieur d’une colonie déjà fortement engagée.
Un schéma pratique est le suivant :
- définir la reine : ancienne reine ou nouvelle reine sélectionnée ;
- placer une masse suffisante d’abeilles dans une boîte à essaim bien ventilée ;
- dans les variantes comportant une mise à la cave, laisser se former une grappe stable au frais, dans l’obscurité et avec une ventilation importante ; la durée dépend de la méthode et des conditions ;
- enrucher sur des cires gaufrées ou d’autres surfaces de construction et nourrir uniquement en fonction des besoins et de la situation de miellée ;
- si l’unité est effectivement sans couvain, utiliser éventuellement cette fenêtre pour une intervention contre Varroa conformément au concept suisse et aux conditions d’utilisation du produit choisi ;
- contrôler ensuite l’acceptation et l’activité de la reine, la construction, les réserves et le développement.
La réalisation précise dépend notamment du fait que l’essaim artificiel soit installé au même rucher ou sur un autre site et qu’une nouvelle reine soit ou non introduite. L’aide-mémoire correspondant doit servir de référence pour la variante choisie.
8.6 Demaree et distanciation du couvain : modifier l’organisation tout en conservant la force
La méthode Demaree ne cherche pas simplement à affaiblir la colonie, mais à réorganiser le couvain, la reine et l’espace. Typiquement, la reine reste en bas avec suffisamment de surfaces disponibles, tandis qu’une grande partie du couvain est déplacée dans une partie supérieure séparée par une grille à reine et, selon la variante, par les hausses. Cela modifie simultanément la densité locale des abeilles, les soins au couvain, les contacts avec la reine, les flux d’abeilles et les surfaces disponibles.
![]()
Demaree : pratique éprouvée de réorganisation spatiale de la reine, du couvain et des ouvrières. L’ampleur exacte de son effet selon le stade de la préparation à l’essaimage reste insuffisamment quantifiée.
La méthode est établie depuis longtemps dans la pratique. Il serait toutefois excessif d’affirmer que les abeilles « croient simplement avoir essaimé ». Le mécanisme réel peut résulter de plusieurs composantes modifiées simultanément. Le contrôle des cellules de sauveté ou autres cellules royales dans la partie de couvain séparée de la reine est particulièrement important.
Il en va de même pour les divisions temporaires et les autres formes de distanciation du couvain : l’expérience pratique est abondante, tandis que les essais comparatifs modernes distinguant les différents stades et utilisant le départ naturel de l’essaim comme critère final restent rares.
8.7 VIRDIS : conserver la future population plutôt que l’enlever
VIRDIS est intéressante parce que le couvain operculé est déplacé à l’intérieur de la même colonie. Les futures ouvrières restent donc dans la colonie de production, tandis que la distribution du couvain, les surfaces de construction, la zone de la reine et les densités locales d’abeilles sont profondément modifiées (Colombari, 2019). Sa logique diffère ainsi d’un prélèvement démographique classique.
La méthode bénéficie d’une expérience professionnelle, mais pas d’un essai contrôlé suffisamment robuste isolant son effet sur le départ naturel de l’essaim. Cette lacune de preuve n’est pas une preuve contre la méthode ; elle signifie que son effet moyen et les stades auxquels elle est optimale ne peuvent pas encore être chiffrés de manière fiable.
La dépendance à la météo est importante en pratique : lorsqu’on augmente fortement le volume disponible, il faut vérifier lors d’un retour prolongé du froid si la colonie occupe réellement ce volume accru et peut accéder fonctionnellement à ses réserves. Si nécessaire, le volume peut être temporairement adapté.
8.8 Encager la reine : expérience locale et plausibilité biologique
La Section d’apiculture de Sion (ApiSion) a développé une expérience pratique avec l’encagement temporaire de la reine dans une cage de type Scalvini lorsque la préparation à l’essaimage est déjà clairement engagée. Le protocole cherche à modifier fortement l’évolution du couvain et l’utilisation de l’espace tout en conservant la reine et la population adulte dans la même colonie.
|
|
La cage n’agit probablement pas comme un interrupteur direct de la fièvre d’essaimage. Selon le modèle utilisé, la ponte libre est interrompue ou fortement réduite, tandis que le couvain existant poursuit son développement puis émerge. Le protocole modifie ainsi simultanément la continuité de la ponte, la quantité de très jeune couvain, la prochaine vague d’émergence, les surfaces progressivement disponibles, la relation entre nourrices et larves, la physiologie reproductive de la reine et la possibilité de poursuivre un élevage royal lorsque les cellules sont parallèlement supprimées.
La fonction ovarienne de la reine est physiologiquement plastique (Aamidor et al., 2022). Dans un autre contexte, une période d’encagement a également été utilisée pour produire une rupture de couvain contrôlée dont les conséquences dépendent du calendrier de l’intervention (Kovačić et al., 2023). Ces travaux rendent le protocole biologiquement plausible, mais ne constituent pas un essai direct de la méthode ApiSion contre une préparation naturelle à l’essaimage.
Si l’encagement est prolongé vers trois semaines, pratiquement toute la couvée d’ouvrières qui était présente au début de l’intervention a eu le temps d’émerger. Si la colonie est alors effectivement dépourvue de couvain, cette fenêtre peut également être utilisée pour un traitement à l’acide oxalique contre Varroa destructor, conformément au concept suisse de lutte et aux conditions d’utilisation du produit choisi. Cette synergie potentielle ne prouve toutefois pas que la rupture de couvain soit le mécanisme responsable de l’effet éventuel sur l’essaimage.
Pour approfondir : Nouvelle méthode pour éteindre la fièvre d'essaimage.
8.9 Clippage et récupération de l’essaim : contrôler la perte plutôt que prévenir
Le clippage d’une aile de la reine peut empêcher un essaim primaire en cours de départ d’emporter normalement sa reine. L’essaim peut alors revenir ou se regrouper à proximité. La méthode n’éteint pas la fièvre d’essaimage ; elle donne du temps à l’apiculteur et peut faciliter la récupération de la reine ou de l’essaim (Simpson, 1963 ; Forster, 1971).
Le même principe vaut pour les boîtes à essaim ou les leurres bien placés : ils peuvent aider à récupérer ou canaliser un processus déjà engagé, mais ne constituent pas une prévention de sa préparation biologique.
8.10 La règle pratique de décision
L’essaimage n’est pas une erreur de la colonie. C’est son mode naturel de reproduction. L’art de l’apiculteur ne consiste donc pas à « combattre » l’essaimage par principe, mais à décider suffisamment tôt quand le prévenir, quand modifier une préparation déjà engagée, quand contrôler la perte et quand utiliser la division pour former une nouvelle colonie.
Voir aussi :
- Comprendre l'essaimage
- Aide-mémoire : 4.7.5. Gestion de la fièvre d’essaimage
- Prévenir l'essaimage
- Les cellules royales
- Aide-mémoire : 1.4.7 Division de colonie en fièvre d’essaimage
- Les Mécanismes de l’Essaimage Naturel
Bases scientifiques sélectionnées
- Aamidor, S. E., Cardoso-Júnior, C. A. M., Harianto, J., Nowell, C. J., Cole, L., Oldroyd, B. P., & Ronai, I. (2022). Reproductive plasticity and oogenesis in the queen honey bee (Apis mellifera). Journal of Insect Physiology, 136, 104347. https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2021.104347
- Allen, M. D. (1965). The production of queen cups and queen cells in relation to the general development of honeybee colonies, and its connection with swarming and supersedure. Journal of Apicultural Research, 4, 121–141. https://doi.org/10.1080/00218839.1965.11100115
- Colombari, L. (2019). Gestione della sciamatura: metodo “Virdis”. L'Apis, 4/2019.
- Combs, G. F. (1972). The engorgement of swarming worker honeybees. Journal of Apicultural Research, 11, 121–128. https://doi.org/10.1080/00218839.1972.11099711
- Fell, R. D., Ambrose, J. T., Burgett, D. M., De Jong, D., Morse, R. A., & Seeley, T. D. (1977). The seasonal cycle of swarming in honeybees. Journal of Apicultural Research, 16(4), 170–173. https://doi.org/10.1080/00218839.1977.11099883
- Forster, I. W. (1969). Swarm control in honey bee colonies. New Zealand Journal of Agricultural Research, 12, 605–610. https://doi.org/10.1080/00288233.1969.10421245
- Forster, I. W. (1971). Effect of clipping queen honey bees' wings. New Zealand Journal of Agricultural Research, 14, 535–537. https://doi.org/10.1080/00288233.1971.10427116
- Grooters, H. J. (1987). Influences of queen piping and worker behaviour on the timing of emergence of honey bee queens. Insectes Sociaux, 34, 181–193. https://doi.org/10.1007/BF02224083
- Hauser, H., & Lensky, Y. (1994). The effect of the age of the honey bee queen on worker population, swarming and honey yields in a subtropical climate. Apidologie, 25, 566–578. https://doi.org/10.1051/apido:19940607
- Henneken, R., Helm, S., & Menzel, A. (2012). Meteorological influences on swarm emergence in honey bees as detected by crowdsourcing. Environmental Entomology, 41(6), 1462–1465. https://doi.org/10.1603/EN12139
- Kovačić, M., Uzunov, A., Tlak Gajger, I., Pietropaoli, M., Soroker, V., Adjlane, N., Benko, V., Charistos, L., Dall'Olio, R., Formato, G., Hatjina, F., Malagnini, V., Freda, F., Otmi, A., Puškadija, Z., Villar, C., & Büchler, R. (2023). Honey vs. mite—A trade-off strategy by applying summer brood interruption for Varroa destructor control in the Mediterranean region. Insects, 14(9), 751. https://doi.org/10.3390/insects14090751
- Leta, M. A., Gilbert, C., & Morse, R. A. (1996). Levels of hemolymph sugars and body glycogen of honeybees from colonies preparing to swarm. Journal of Insect Physiology, 42, 239–245. https://doi.org/10.1016/0022-1910(95)00106-9
- Lensky, Y., & Seifert, H. (1980). The effect of volume, ventilation and overheating of bee colonies on the construction of swarming queen cups and cells. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Physiology, 67, 97–101. https://doi.org/10.1016/0300-9629(80)90413-2
- Maucourt, S., Fournier, V., & Giovenazzo, P. (2018). Comparison of three methods to multiply honey bee (Apis mellifera) colonies. Apidologie, 49(3), 314–324. https://doi.org/10.1007/s13592-017-0556-9
- Morse, R. A., Dyce, E. J., & Young, R. G. (1966). Weight changes by the queen honey bee during swarming. Annals of the Entomological Society of America, 59(4), 772–774. https://doi.org/10.1093/aesa/59.4.772
- Pankiw, T., Winston, M. L., & Slessor, K. N. (1994). Variation in worker response to honey bee (Apis mellifera L.) queen mandibular pheromone. Journal of Insect Behavior, 7(1), 1–15. https://doi.org/10.1007/BF01989823
- Pettis, J. S., Winston, M. L., & Collins, A. M. (1995). Suppression of queen rearing in European and Africanized honey bees Apis mellifera L. by synthetic queen mandibular gland pheromone. Insectes Sociaux, 42(2), 113–121. https://doi.org/10.1007/BF01242447
- Pettis, J. S., Higo, H. A., Pankiw, T., & Winston, M. L. (1997). Queen rearing suppression in the honey bee: Evidence for a fecundity signal. Insectes Sociaux, 44(4), 311–322. https://doi.org/10.1007/s000400050053
- Pierce, A. L., Lewis, L. A., & Schneider, S. S. (2007). The use of the vibration signal and worker piping to influence queen behavior during swarming in honey bees, Apis mellifera. Ethology, 113, 267–275. https://doi.org/10.1111/j.1439-0310.2006.01314.x
- Radtke, J. (2010). Einfluss der Brutentnahme bei der Honigbiene Apis mellifera auf die Leistung der Völker und ihre Parasitierung mit Varroa destructor [Dissertation, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg]. https://doi.org/10.25673/455
- Rangel, J., Griffin, S. R., & Seeley, T. D. (2010). An oligarchy of nest-site scouts triggers a honeybee swarm's departure from the hive. Behavioral Ecology and Sociobiology, 64(6), 979–987. https://doi.org/10.1007/s00265-010-0913-4
- Rangel, J., & Seeley, T. D. (2012). Colony fissioning in honey bees: Size and significance of the swarm fraction. Insectes Sociaux, 59(4), 453–462. https://doi.org/10.1007/s00040-012-0239-5
- Richardson, T. O., Kay, T., Keller, L., & Stroeymeyt, N. (2024). Pheromone relay networks in the honeybee: Messenger workers distribute the queen's fertility signal throughout the hive. BMC Biology, 22, 288. https://doi.org/10.1186/s12915-024-02083-w
- Riessberger, U., & Crailsheim, K. (1997). Short-term effect of different weather conditions upon the behaviour of forager and nurse honey bees. Apidologie, 28(6), 411–426. https://doi.org/10.1051/apido:19970608
- Rittschof, C. C., & Seeley, T. D. (2008). The buzz-run: How honeybees signal 'Time to go!'. Animal Behaviour, 75(1), 189–197. https://doi.org/10.1016/j.anbehav.2007.04.026
- Rutschmann, B., & Kohl, P. L. (2026). Characteristics of black woodpecker cavities chosen and not chosen by honeybee swarms. Apidologie, 57, 32. https://doi.org/10.1007/s13592-026-01268-2
- Schmidt, J. O. (2001). Hierarchy of attractants for honey bee swarms. Journal of Insect Behavior, 14, 469–477. https://doi.org/10.1023/A:1011120021964
- Seeley, T. D., & Morse, R. A. (1978). Nest site selection by the honey bee, Apis mellifera. Insectes Sociaux, 25, 323–337. https://doi.org/10.1007/BF02224297
- Seeley, T. D., & Smith, M. L. (2015). Crowding honeybee colonies in apiaries can increase their vulnerability to the deadly ectoparasite Varroa destructor. Apidologie, 46(6), 716–727. https://doi.org/10.1007/s13592-015-0361-2
- Seeley, T. D., & Tautz, J. (2001). Worker piping in honey bee swarms and its role in preparing for liftoff. Journal of Comparative Physiology A, 187, 667–676. https://doi.org/10.1007/s00359-001-0243-0
- Simpson, J. (1963). Queen perception by honey bee swarms. Nature, 199, 94–95. https://doi.org/10.1038/199094a0
- Simpson, J., & Greenwood, S. P. (1975). Results of restricting the brood space of honeybee colonies. Journal of Apicultural Research, 14(1), 51–55. https://doi.org/10.1080/00218839.1975.11099801
- Simpson, J., & Riedel, I. B. M. (1963). The factor that causes swarming by honeybee colonies in small hives. Journal of Apicultural Research, 2(1), 50–54. https://doi.org/10.1080/00218839.1963.11100056
- Uzunov, A., Costa, C., Panasiuk, B., Meixner, M. D., Kryger, P., Hatjina, F., Bouga, M., Andonov, S., Bieńkowska, M., Le Conte, Y., Wilde, J., Gerula, D., Kiprijanovska, H., Filipi, J., Petrov, P., Ruottinen, L., Pechhacker, H., Berg, S., Dyrba, W., Ivanova, E., & Büchler, R. (2014). Swarming, defensive and hygienic behaviour in honey bee colonies of different genetic origin in a pan-European experiment. Journal of Apicultural Research, 53(2), 248–260. https://doi.org/10.3896/IBRA.1.53.2.06
- Visick, O. D., Adams, I., Ney, P., Marzano, F. S., & Ratnieks, F. L. W. (2024). Do nest sites limit wild honey bee colonies? Decoding swarm waggle dances to assess nest site availability. Ecological Entomology, 49, 869–880. https://doi.org/10.1111/een.13361
- Winston, M. L., Higo, H. A., Colley, S. J., Pankiw, T., & Slessor, K. N. (1991). The role of queen mandibular pheromone and colony congestion in honey bee reproductive swarming. Journal of Insect Behavior, 4(5), 649–660. https://doi.org/10.1007/BF01048076
- Service sanitaire apicole (SSA). (2026). Fièvre d’essaimage : que faire ? https://abeilles.ch/fievre-dessaimage-que-faire/
- Service sanitaire apicole (SSA). (2026). Soins des colonies après essaimage. https://abeilles.ch/soins-des-colonies-apres-essaimage/























