Résumé

État des connaissances scientifiques. Chez Apis mellifera, les expériences montrent que l’éthanol peut modifier la motricité, le vol, certains apprentissages, les interactions sociales et, en exposition prolongée, la survie. Les effets varient avec la dose, la durée d’exposition, l’état sanitaire de base des abeilles et le critère mesuré, sans qu’un seuil universel d’ivresse s’en dégage. Dans la nature, de faibles teneurs d’alcool ont été mesurées dans des nectars, et des teneurs plus élevées dans certains jus de fruits altérés. Les abeilles acceptent des solutions sucrées alcoolisées, mais une attraction spécifique pour l’éthanol pur n’est pas établie. Après un apport artificiel, l’éthanol passe dans l’hémolymphe. Un calcul indicatif montre qu’une charge de jus de raisin fortement altéré peut contenir autant d’éthanol que certaines doses expérimentales, et une charge de nectar nettement moins. La dose réellement absorbée lors du butinage reste toutefois inconnue. Dans les sources examinées, aucune étude identifiée ne relie complètement, chez l’abeille domestique, une ressource naturellement fermentée, son ingestion, une exposition interne mesurée et un effet correspondant. La fréquence d’une intoxication éthylique naturelle reste inconnue.

Conséquences pour la pratique. L’alcool ne doit pas devenir l’explication par défaut. Une abeille qui titube ou peine à voler présente des signes non spécifiques. Une maladie, notamment la paralysie chronique, une exposition à un pesticide ou à une toxine naturelle, un aliment inadapté, le froid ou un déficit énergétique peuvent produire des signes semblables, et les causes peuvent se cumuler. L’éthanol est d’ailleurs lui-même un agent d’intoxication. Des fruits endommagés invitent aussi à évoquer une exposition aux traitements agrochimiques, et écarter d’autres causes ne suffit pas à confirmer l’alcool. Les effets de réserves ou de sirops fermentés dans la ruche restent mal connus ; la bonne pratique recommande néanmoins de ne pas distribuer de sirop fermenté et de maintenir les nourrisseurs propres. Des pièges improvisés contre le frelon asiatique peuvent aussi causer des dommages aux insectes non ciblés. La présence d’alcool dans un appât n’en détourne pas forcément les abeilles. L’observation doit préciser la ressource visitée, la chronologie, le nombre d’abeilles et de colonies touchées, la météo et les traitements connus. Lorsqu’un épisode touche de nombreuses abeilles, se répète ou affaiblit la colonie, cette documentation doit être transmise aux services sanitaires apicoles compétents, qui orienteront les prélèvements et les analyses.

1. Introduction

Devant une abeille qui titube, marche difficilement ou peine à s’envoler près d’un fruit abîmé, l’explication semble toute trouvée : elle aurait bu un jus fermenté. L’image de l’abeille « ivre » séduit.

Les expériences apportent une première réponse. Chez Apis mellifera, l’administration d’éthanol peut perturber la motricité et certains apprentissages (Maze et al., 2006 ; Mustard et al., 2008). Après un apport artificiel, les interactions entre abeilles sont également modifiées (Wright et al., 2012). Ces effets dépendent des conditions étudiées : quantité ingérée, durée d’exposition, âge des abeilles et comportement mesuré. Ils établissent que l’éthanol peut agir sur l’abeille ; expliquer les troubles d’une butineuse observée sur le terrain demande davantage d’hypothèses.

L’exposition naturelle est une autre question. De l’éthanol a été mesuré dans du nectar floral et dans des jus de raisins atteints de pourriture acide (Hall et al., 2017 ; Maro et al., 2026). Pour relier ces ressources à un changement de comportement, il faut documenter plusieurs étapes : la composition de la ressource effectivement visitée, la quantité consommée, le passage de l’éthanol dans les tissus et l’effet correspondant. Le contenu du jabot, réservoir de la nourriture transportée, ne renseigne pas à lui seul sur la dose absorbée. Des indices de terrain existent, mais dans les sources examinées pour cet article, aucune étude identifiée ne réunit l’ensemble de cette chaîne chez l’abeille domestique. La fréquence du phénomène reste donc inconnue.

Les mots méritent aussi d’être précisés. Ici, « alcool » désigne l’éthanol, et « ivresse » les modifications neurocomportementales qui lui seraient attribuables. Une intoxication peut être éthylique, mais aussi due à un pesticide ou à une toxine naturelle. Une maladie peut provoquer des signes voisins : la paralysie chronique, par exemple, peut s’accompagner de tremblements, de difficultés de vol et d’abeilles noires, dépilées et luisantes (Dittes et al., 2020). Ces catégories se recoupent parfois, et le froid comme le déficit énergétique constituent d’autres pistes à examiner.

Cet article poursuit donc deux objectifs : faire le point sur ce que la recherche montre de l’éthanol chez l’abeille, et aider à documenter les observations sans lui attribuer trop vite des troubles d’une autre origine. L’enquête part des fleurs, des fruits et de leurs microorganismes, puis suit l’éthanol dans le métabolisme de l’abeille, de l’aliment jusqu’aux effets sur le mouvement, l’apprentissage, les interactions et la survie, avant d’en tirer les conséquences pratiques. Au rucher comme sur les lieux de butinage, l’alcool est une hypothèse à étayer, et non l’explication par défaut.

Note de méthode. Cet article s’appuie sur une recherche bibliographique menée en octobre 2026 (Europe PMC, PubMed, Crossref, Consensus, sites d’éditeurs et dépôts institutionnels, littérature grise et presse apicole) et, lorsqu’ils étaient accessibles, sur la lecture des textes originaux. Il ne s’agit pas d’une revue systématique : l’expression « aucune étude identifiée » signifie qu’aucune étude n’a été trouvée dans ce cadre. Un dossier documentaire détaillé (sources, niveaux d’accès aux textes, calculs) a été constitué pour cet article.

► Première partie : Comprendre l’éthanol chez l’abeille

2. Du sucre à l’alcool : une ressource qui se transforme

Le nectar et les jus de fruits offrent aux insectes de l’eau et des sucres. Ils peuvent aussi héberger des microorganismes qui en modifient la composition, et l’éthanol est l’un des produits possibles de ces transformations.

2.1. Des sucres, des levures et du temps

La fermentation alcoolique permet à certaines levures de transformer des sucres en éthanol et en dioxyde de carbone. L’évolution chimique de la ressource dépend des microorganismes présents et des conditions de leur activité : disponibilité de l’eau, composition du milieu, température, accès à l’oxygène et temps écoulé. La présence de levures signale une transformation possible ; seule une mesure en donne la teneur en alcool.

Dans les fleurs, l’action des microorganismes dépasse d’ailleurs la seule production d’éthanol. Dans un nectar artificiel ensemencé avec la levure Metschnikowia reukaufii, la bactérie Asaia astilbes ou les deux, la composition en substances volatiles varie selon les microorganismes et la concentration initiale en sucres ; la culture mixte réduit en outre l’abondance de la levure par rapport à sa culture seule (Rering et al., 2020). Un nectar colonisé forme ainsi un mélange changeant, que le seul mot « fermenté » ne suffit pas à décrire.

L’éthanol peut ensuite servir de substrat à d’autres microorganismes. Dans la pourriture acide du raisin, des bactéries acétiques oxydent l’éthanol produit par les levures en acide acétique, responsable de l’odeur de vinaigre (Hall et al., 2018). Une odeur aigre témoigne de cette transformation ; elle n’indique pas de façon fiable une forte concentration d’éthanol.

2.2. De l’éthanol mesuré dans le nectar floral

Maro et al. (2026) ont analysé par dosage enzymatique 147 échantillons de nectar provenant de 29 espèces végétales, prélevés principalement dans un jardin botanique californien. Au moins un échantillon était positif pour 26 espèces. Les auteurs rapportent une teneur moyenne de 0,016 % en masse ; le maximum retenu pour un échantillon atteint 0,056 %.

La valeur de 0,016 % est la moyenne des moyennes de 26 espèces, calculées chacune à partir des seuls prélèvements positifs. Ce n’est ni la moyenne de tous les échantillons positifs pris ensemble, ni celle de l’ensemble des prélèvements, ni celle du nectar effectivement consommé par les abeilles. Le choix des plantes était opportuniste et, d’après la littérature, seules six espèces étaient classées comme pollinisées par les insectes ; la plupart des autres étaient associées aux oiseaux. Les visites d’Apis mellifera n’ont pas été relevées. Les auteurs qualifient eux-mêmes leurs estimations de préliminaires et proposent de les valider par chromatographie (Maro et al., 2026).

Ces résultats établissent la présence de faibles teneurs en éthanol dans de nombreux nectars de cet échantillonnage. Pour les étendre aux principales miellées françaises ou suisses, il faudrait des prélèvements dans ces flores et dans des conditions de butinage comparables.

2.3. Un précédent chez des eucalyptus mellifères

Un rapport de recherche australien avait déjà examiné la présence de levures et dosé l’éthanol par chromatographie dans le nectar de quatre espèces mellifères. Chez le wandoo (Eucalyptus wandoo), les moyennes arrondies atteignaient 0,02 % en volume lors d’un premier prélèvement et 0,01 % lors d’un second, avec un maximum de 0,05 % dans la première série (Birtchnell & Gibson, 2008, p. 33–37).

Ce travail porte sur des plantes exploitées par les abeilles. Le premier prélèvement de wandoo suivait un épisode rapporté de troubles et de mortalité. Selon le schéma de l’étude, aucun épisode de mortalité massive n’est survenu pendant les périodes de prélèvement concernées : analyses de nectar et observations de troubles ne coïncident donc pas dans le temps (Birtchnell & Gibson, 2008, p. 34–35).

Les unités comptent. Un pourcentage en masse (m/m) exprime une masse d’éthanol par masse de solution ; un pourcentage en volume (v/v), un volume par volume. Ainsi, 0,016 % m/m correspond à 0,16 mg d’éthanol par gramme de nectar. Passer d’une base à l’autre exige de tenir compte de la densité, plus élevée pour une solution sucrée que pour l’eau.

2.4. Les fruits : un autre milieu de fermentation

Les fruits endommagés offrent un autre contexte. Dans des jus de raisins atteints de pourriture acide provenant de 16 vignobles de l’État de New York, Hall et al. (2017) rapportent une teneur moyenne de 0,23 % v/v et un maximum de 0,48 % v/v. Ces valeurs caractérisent les raisins malades étudiés : elles illustrent une exposition potentielle, sans estimer celle qu’offrent les jus accessibles aux abeilles en Europe.

Les expériences sur la pourriture acide mettent en évidence une interaction entre le fruit, les levures, les bactéries acétiques et les drosophiles : dans les conditions testées, la présence de ces différents partenaires était nécessaire pour reproduire les symptômes (Hall et al., 2018). La composition du jus résulte donc de plusieurs activités, successives ou simultanées.

Pour étudier l’exposition des abeilles, il faut analyser la ressource qu’elles récoltent : le nectar dans la fleur ou le jus accessible sur le fruit. Les analyses de pulpe ou de miel conservé répondent à d’autres questions. Reste à examiner comment les abeilles accèdent à ce jus et le récoltent.

3. Fruits ouverts : une ressource alimentaire accessible

Voir des abeilles sur une poire abîmée, une figue ouverte ou des raisins endommagés peut surprendre. La récolte de jus de fruits s’inscrit pourtant dans leur recherche de ressources sucrées.

3.1. Un jus moins concentré peut rester intéressant

Au Brésil, Shackleton et al. (2016) ont étudié des abeilles identifiées comme Apis mellifera scutellata récoltant sur des goyaves tombées au sol et sur deux espèces de fleurs situées à moins de 50 mètres. Les abeilles récoltant le jus gagnaient en moyenne 2,72 mg de poids par minute, contre 0,17 et 0,12 mg pour celles qui visitaient les fleurs. Le contenu de leur jabot était en revanche moins concentré en sucres : 12,4 %, contre 37,0 et 22,7 % chez les butineuses des deux plantes (20 abeilles analysées par ressource).

Un jus plus dilué pouvait donc être collecté plus vite. Les auteurs y voient un compromis entre la qualité de l’aliment et la facilité de récolte, et évoquent aussi l’intérêt possible de l’eau contenue dans le jus (Shackleton et al., 2016).

Les abeilles peuvent donc visiter des fruits même lorsque des fleurs sont disponibles ; la valeur alimentaire du jus dépend du contexte.

3.2. Des ouvertures et des visiteurs qui modifient la ressource

Une fissure ou une blessure expose la chair et rend le jus accessible. Dans un article de vulgarisation, L’Abeille de France décrit ainsi des abeilles profitant de fruits dont la peau a été fendue ou déchirée par des oiseaux, des guêpes ou des frelons (AdF, 2025). Cette description pratique illustre des voies d’accès ; leur fréquence et la teneur en éthanol du jus restent à mesurer.

Les visiteurs peuvent aussi modifier la ressource sur le plan microbien. En laboratoire, Madden et al. (2017) ont montré que des guêpes du genre Polistes pouvaient transférer des microorganismes viables en s’alimentant et favoriser la pourriture de raisins préalablement abîmés. Dans leur premier essai, aucun effet significatif n’a été détecté sur les baies intactes ; les analyses suivantes ont porté sur des baies blessées.

Ce résultat concerne donc la contribution microbienne des guêpes sur des fruits déjà détériorés. L’ouverture du fruit, puis la consommation éventuelle d’un jus alcoolisé par les abeilles, sont des étapes distinctes.

3.3. Récolter du jus ne signifie pas rechercher l’alcool

L’étude sur les goyaves mesure la récolte et la teneur en sucres, mais ni l’éthanol ni une préférence pour une ressource fermentée (Shackleton et al., 2016). Les sucres et l’eau offrent déjà des raisons alimentaires plausibles de visiter les fruits.

Trois questions se succèdent donc : le jus est-il accessible ? Pourquoi l’abeille le récolte-t-elle ? Contient-il de l’éthanol ? Le rôle éventuel des odeurs microbiennes ou de l’alcool dans ce choix relève d’expériences spécifiques, présentées au chapitre suivant.

4. Les abeilles sont-elles attirées par l’éthanol ?

Une abeille qui récolte sur une ressource susceptible de fermenter cherche-t-elle ses sucres, ses odeurs ou l’éthanol lui-même ?

4.1. Percevoir, accepter et préférer

Détecter une substance par les antennes montre qu’elle est perçue, pas que l’abeille s’en approche ou s’en éloigne. De même, accepter une solution au contact et en consommer davantage lorsqu’on a le choix sont deux résultats distincts. Une préférence alimentaire ne démontre donc pas, à elle seule, une attraction à distance par l’odeur.

4.2. Une préférence expérimentale pour certaines solutions alcoolisées

Mustard et al. (2019) ont étudié la réponse gustative à l’éthanol et sa consommation dans un dispositif à deux nourrisseurs. Dans l’eau, le goût de l’éthanol était aversif ; l’ajout de saccharose masquait cette réponse. Dans le test de choix, les abeilles consommaient de préférence certaines solutions sucrées contenant de l’éthanol plutôt que la solution sucrée seule.

Ce résultat établit que, dans les conditions testées, elles peuvent ingérer volontairement de l’éthanol et préférer certains mélanges qui en contiennent. La préférence porte sur le mélange : sans sucre, le goût de l’éthanol restait aversif (Mustard et al., 2019).

Ce résultat ne démontre pas pour autant une préférence naturelle pour les fruits les plus fermentés : un choix entre deux aliments préparés ne reproduit pas toutes les différences entre les ressources d’un verger ou d’une prairie.

4.3. Les odeurs microbiennes constituent des mélanges

Rering et al. (2018) ont comparé les composés volatils produits par quatre microorganismes cultivés dans du nectar artificiel. Les antennes des abeilles détectaient plusieurs de ces composés. Dans un autre essai, des butineuses immobilisées étaient exposées à l’odeur des solutions, sans y avoir accès ; les chercheurs relevaient l’extension de la trompe, une réponse associée à la prise alimentaire.

Le nectar contenant la levure Metschnikowia reukaufii et le témoin stérile déclenchaient cette réponse dans plus de 70 % des essais, davantage que les autres cultures testées (Rering et al., 2018). Ce protocole documente une réponse à des mélanges d’odeurs chez des abeilles immobilisées ; l’orientation en vol vers l’éthanol isolé et sa consommation n’étaient pas testées.

4.4. Des préférences variables lors de la récolte

Les essais de récolte sur fleurs artificielles apportent un contrepoint. Good et al. (2014) ont observé une moindre récolte de nectars inoculés avec certaines bactéries, mais pas de diminution significative pour la levure M. reukaufii par rapport au témoin. Ce dernier résultat vaut pour les conditions de l’essai et n’exclut pas un effet dans d’autres situations.

Dans un autre dispositif, les abeilles ont prélevé près de 60 % de nectar stérile de plus que de nectars inoculés avec une levure, une bactérie ou les deux (Rering et al., 2020). Une étude associant cette levure à différents apports de pollen a également observé une moindre récolte des nectars inoculés avec la levure (Rering et al., 2021).

Ces expériences diffèrent par les cultures utilisées, leur préparation et la composition des nectars. Elles confrontent les abeilles à une ressource entière, dont le goût et l’odeur ont changé. La quantité retirée renseigne sur la récolte collective, pas sur la dose ingérée par chaque abeille. Surtout, aucun de ces dispositifs n’isole le rôle de l’éthanol.

Les données soutiennent donc une acceptation de l’éthanol dans certains aliments et des réponses variables aux ressources colonisées par des microorganismes. Elles ne permettent d’affirmer ni que « les abeilles recherchent l’alcool », ni qu’« elles évitent toujours les nectars fermentés ». Attirance éventuelle, dose absorbée et effets sur le comportement restent trois questions distinctes.

5. Et dans le miel ?

L’éthanol figure aussi parmi les composés volatils identifiés dans le miel. Ce constat renseigne sur l’arôme, mais pas directement sur la quantité présente, son origine ou l’exposition des abeilles qui ont récolté les ressources.

5.1. Un composé de l’arôme, sans « degré alcoolique » établi

Panseri et al. (2023) ont suivi pendant 550 jours un lot de miel de robinier (Robinia pseudoacacia) réparti entre trois températures de stockage. L’analyse par chromatographie couplée à la spectrométrie de masse a identifié l’éthanol parmi les substances volatiles. Avant stockage, le signal attribué à l’éthanol représentait 20,55 % du signal total des composés volatils détectés.

Cette proportion est calculée à partir des surfaces des pics chromatographiques, c’est-à-dire des signaux enregistrés par l’appareil pour les composés détectés. Elle ne signifie pas que le miel contient 20,55 % d’alcool, en masse ou en volume. Les auteurs n’ont pas effectué de dosage absolu de l’éthanol dans le miel (Panseri et al., 2023). Seul un dosage spécifique, exprimé par exemple en mg/kg, en donnerait la teneur réelle.

5.2. La réserve de l’« éthanol apparent »

Une autre approche repose sur une méthode enzymatique qui mesure les alcools primaires à chaîne linéaire et exprime le résultat en « éthanol apparent ». Ce terme rappelle que la mesure peut inclure d’autres alcools que l’éthanol.

Huidobro et al. (2001) ont suivi cet indicateur pendant un an dans 33 miels de Galice décrits comme non altérés par les levures. Ils décrivent plusieurs évolutions : augmentation continue, hausse suivie d’une baisse, fluctuations ou diminution continue. Le signal ne variait donc pas de façon uniforme pendant le stockage. Cette réserve analytique s’impose avant d’interpréter les valeurs comme une concentration d’éthanol seul.

5.3. Le miel ne reconstitue pas l’exposition d’une butineuse

Ces travaux décrivent un produit récolté et conservé : sa composition et son évolution. L’exposition d’une butineuse, elle, demande de suivre l’éthanol depuis la ressource jusqu’à ses tissus.

Un apiculteur rapporte aussi des réserves rouges qu’il attribue à du jus de cerise (Khronegon, 2021). Cette observation pose une question sur l’origine des réserves, sans établir leur teneur en alcool ni leur fermentation.

Des analyses successives permettraient de répartir l’origine de l’éthanol entre la ressource initiale, les transformations dans la colonie et celles qui interviennent pendant le stockage du miel récolté. Présence d’éthanol et fermentation active sont deux informations distinctes.

Une question pratique distincte concerne le sirop ou les réserves qui fermentent dans la ruche. Pour les relier à des troubles, il faudrait analyser l’aliment effectivement consommé, mesurer la consommation et examiner l’état de la colonie. Les expériences de nourrissement avec une quantité connue d’éthanol, présentées au chapitre 7, ne reproduisent pas un aliment altéré de composition inconnue. Une odeur de fermentation ne renseigne pas sur la dose d’éthanol reçue. Dans les sources examinées, les effets de ces aliments restent insuffisamment caractérisés pour leur attribuer une intoxication éthylique. Cette incertitude ne remet pas en cause la consigne sanitaire : le Service sanitaire apicole précise que « Du sirop fermenté ne doit plus être administré car il est toxique pour les abeilles. » (Tschuy, 2018, p. 22 ; voir section 8.5). Cette recommandation porte sur l’aliment altéré ; elle n’établit pas que l’éthanol en serait l’unique cause de nocivité.

Une étude de nourrissement rapporte un début de fermentation dans plusieurs sirops, tout en suivant leur consommation et le développement des colonies. Elle ne dose cependant pas l’éthanol, ne mesure pas de troubles moteurs et ne compare pas isolément un même aliment fermenté ou non fermenté (Sultana et al., 2024). Elle illustre la présence de cette question dans la recherche, sans établir les effets de l’éthanol dans un aliment altéré.

Pour comprendre les effets sur les abeilles, il faut maintenant examiner la dose ingérée et celle qui atteint leurs tissus.

6. De l’aliment aux tissus : quelle dose atteint l’abeille ?

Connaître la teneur en éthanol d’un nectar ou d’un jus n’est qu’un point de départ. Pour comprendre d’éventuels effets, il faut suivre ce qui se passe dans l’abeille.

6.1. Le jabot : un réservoir entre récolte et alimentation

Lorsqu’une butineuse prélève un liquide sucré, celui-ci passe dans le jabot, souvent appelé « estomac à miel ». Cette appellation usuelle désigne un réservoir de nectar, de jus ou de solution sucrée, situé en amont de l’intestin moyen, et non un estomac contenant nécessairement du miel. Ce réservoir permet de transporter la récolte et de la régurgiter pour la transmettre à d’autres abeilles. À sa sortie, le proventricule contrôle le passage vers l’intestin moyen, où les nutriments peuvent être absorbés. La nourriture récoltée peut ainsi servir à la butineuse elle-même ou être rapportée à la colonie : elle ne passe pas immédiatement et intégralement dans les tissus (Fournier et al., 2014).

 

(image iA)

La composition du liquide influence ce fonctionnement. Fournier et al. (2014) ont donné à des butineuses 20 µL de solutions de saccharose de concentrations différentes, puis suivi le contenu de leur jabot pendant un jeûne en captivité. Les solutions les moins concentrées se vidaient le plus vite. L’expérience portait sur le sucre, sans dosage d’éthanol : elle montre que le transit dépend de l’aliment, mais ne donne pas la vitesse d’absorption de l’alcool chez une abeille qui butine et vole librement.

Cette distinction prend tout son sens avec l’étude d’Antoł et al. (2025). Les auteurs ont dosé l’éthanol dans le contenu du jabot d’ouvrières marquées, maintenues soit dans une colonie, soit en cage avec une alimentation sucrée. Les 127 échantillons analysés représentaient 164 abeilles : 91 étaient individuels, les autres regroupaient deux ou trois abeilles. De l’éthanol a été détecté dans une partie des échantillons des deux groupes. Le seuil pratique du dosage était de 0,033 g/L ; les valeurs inférieures étaient enregistrées comme nulles.

Le constat est important : de l’éthanol peut être présent dans le liquide transporté par des abeilles. Mais les ouvrières prélevées dans la ruche n’étaient pas des butineuses dont on aurait identifié la ressource, et l’étude ne mesurait ni l’éthanol dans l’hémolymphe ni un comportement associé. Ces données ne permettent donc pas de reconstituer une exposition naturelle précise. De plus, comme certains échantillons regroupent plusieurs abeilles, la proportion d’échantillons positifs ne se convertit pas directement en proportion d’abeilles positives (Antoł et al., 2025).

L’origine de cet éthanol reste également ouverte. Des bactéries isolées du tube digestif d’abeilles ont produit des traces d’éthanol après sept jours de culture sur un milieu contenant du glucose (Pachla et al., 2018). Une production microbienne est donc plausible dans certains contextes, mais il reste à montrer qu’elle explique les valeurs mesurées dans le jabot d’abeilles vivantes. Une ressource extérieure alcoolisée et une production après la récolte restent deux hypothèses à départager. Une comparaison interne à l’étude d’Antoł et al. (2025) fournit un indice à ce sujet, sans trancher : les échantillons positifs étaient proportionnellement plus fréquents chez les abeilles en cage (12 sur 42) que chez celles de la colonie (10 sur 85), alors que les premières n’avaient pas accès à des ressources naturelles. L’aliment des cages n’a pas révélé d’éthanol, mais avec une méthode peu sensible pour cette matrice, et certains échantillons regroupaient plusieurs abeilles.

6.2. L’hémolymphe : une mesure de l’exposition interne

Pour franchir l’étape suivante, il faut analyser un compartiment interne. L’hémolymphe est le liquide circulatoire des insectes : un dosage à ce niveau documente une exposition interne, distincte de la simple présence d’éthanol dans l’aliment. Božič et al. (2007) ont réalisé cette mesure chez des ouvrières immobilisées, après leur avoir fait ingérer 10 µL de solution sucrée contenant différentes concentrations d’éthanol. Le dosage par chromatographie en phase gazeuse confirme le passage de l’éthanol dans l’hémolymphe.

Trente minutes après l’ingestion de la solution à 2,5 %, la moyenne représentée dans leur figure avoisine 21 millimoles par litre, soit près de 1 g/L ; cette valeur, lue sur un graphique, reste approximative. Elle décrit l’exposition interne dans ce protocole. Aucun comportement n’ayant été mesuré simultanément, elle ne constitue pas un seuil d’ivresse. La série temporelle prolongée concernait la solution à 5 % : les concentrations restaient élevées jusqu’au dernier prélèvement, huit heures après l’ingestion, sans baisse statistiquement significative (Božič et al., 2007).

Cette persistance soulève une question de mécanisme. Une concentration mesurée à un instant donné reflète à la fois ce qui entre encore dans la circulation et ce qui en disparaît. Une courbe stable est donc compatible avec une élimination en cours, compensée par une absorption prolongée. Pour caractériser l’élimination, il faudrait distinguer ces deux processus, plutôt que supposer une absorption immédiate de toute la dose.

L’ingestion n’est d’ailleurs pas la seule voie étudiée en laboratoire. Stauch et al. (2025) ont détecté de l’éthanol dans l’hémolymphe après une exposition artificielle à ses vapeurs. L’importance de cette voie près de fruits fermentés, en plein air, reste à mesurer.

La sensibilité varie aussi entre ouvrières. Dans une étude portant sur trois colonies, les butineuses résistaient plus longtemps que les nourrices à la sédation provoquée par des vapeurs d’éthanol. Les analyses montraient aussi des différences d’expression et de quantité d’alcool déshydrogénase (ADH), une enzyme du métabolisme de l’alcool. Ni son activité catalytique ni la vitesse d’élimination de l’éthanol n’étaient toutefois mesurées, et ces différences ne démontrent pas une adaptation acquise par la consommation habituelle de nectar fermenté (Miler et al., 2021).

6.3. Comparer les doses sans confondre quantité et effet

Ces résultats invitent à dépasser la seule comparaison des pourcentages. Une solution diluée, récoltée en volume important, peut contenir autant d’éthanol qu’une petite goutte plus concentrée. Prenons un exemple : 60 µL de jus à 0,48 % v/v, le maximum observé dans les raisins atteints de pourriture acide étudiés par Hall et al. (2017), contiendraient environ 0,23 mg d’éthanol. Ces 60 µL sont une quantité hypothétique ; aucune mesure correspondante n’existe chez une abeille visitant ces raisins.

À titre de comparaison, les 10 µL de solution à 2,5 % utilisés par Božič et al. (2007) représentent environ 0,20 mg si ce pourcentage s’entend en volume ; la publication ne précise pas cette base, et une expression en masse par volume donnerait 0,25 mg. Les deux apports peuvent donc être du même ordre de grandeur, malgré des concentrations différentes dans l’aliment.

Le nectar offre un contrepoint. Pour les mêmes 60 µL, les valeurs de wandoo, de 0,01 à 0,05 % v/v, représentent environ 0,005 à 0,024 mg d’éthanol (Birtchnell & Gibson, 2008). La moyenne de 0,016 % m/m et le maximum de 0,056 % m/m rapportés par Maro et al. (2026) correspondent à environ 0,010 à 0,044 mg, en supposant une densité du nectar comprise entre 1 et 1,3 g/mL (non mesurée ici). Dans ces exemples, une charge de nectar contient donc environ 5 à 50 fois moins d’éthanol que la même quantité de jus à 0,48 % v/v. Ce calcul vaut pour les valeurs choisies ; il ne définit ni une fourchette générale pour les nectars ni une dose absorbée.

Les essais en vol libre se situent à l’autre extrémité. Chez Stephenson et al. (2021), chaque visite donnait accès à 50 µL de solution. À 2,5 et 5 %, cela représente environ 4 à 23 fois plus d’éthanol que la charge hypothétique de jus de raisin, selon la valeur de jus retenue (0,23 ou 0,48 %) et la base du pourcentage, non précisée. Les effets observés en vol libre, décrits au chapitre suivant, ont donc été obtenus avec des quantités offertes nettement supérieures. Il s’agit de quantités proposées, pas de doses absorbées.

Ce rapprochement interdit de considérer d’emblée un jus faiblement alcoolisé comme négligeable. Il ne permet pas non plus de prédire qu’une abeille récoltant ce jus atteindrait la concentration d’hémolymphe mesurée au laboratoire : volumes, composition sucrée, activité et délai d’observation diffèrent. Surtout, on ignore quelle fraction de l’éthanol récolté atteint réellement les tissus, à quel rythme et pendant combien de temps.

Le retour à la ruche ne lève pas cette inconnue. La transmission du contenu du jabot peut répartir une partie de l’apport entre ouvrières, mais n’annule pas ce qui a déjà été absorbé ; à l’inverse, une charge conservée n’est pas forcément absorbée en totalité. Le déchargement ne fournit donc pas de facteur de protection chiffré, et l’exposition réelle ne se résume pas à deux cas simples : toute la récolte absorbée, ou presque rien.

La question décisive porte donc sur le déroulement réel de l’exposition : combien d’éthanol une abeille récolte-t-elle sur une ressource donnée, quelle concentration interne atteint-elle ensuite, et quels changements observe-t-on au même moment ? Les expériences établissent que l’éthanol peut atteindre l’hémolymphe. Pour interpréter une observation naturelle, il reste à relier ce passage à une ressource et à un effet. Le chapitre suivant examine les effets démontrés et les conditions dans lesquelles ils apparaissent.

7. Bouger, apprendre, communiquer : les effets démontrés de l’éthanol

Les expériences ne décrivent pas une forme unique d’« ivresse » chez l’abeille. Elles révèlent des modifications qui touchent, à des degrés divers, plusieurs fonctions : coordination des mouvements, mécanique du vol, apprentissage, réactions aux stimulations, interactions et survie.

7.1. De la marche au vol : des perturbations de nature différente

Le travail de Maze et al. (2006) sert de référence pour les effets moteurs. Après une administration orale de 9 µL de solution sucrée alcoolisée, les chercheurs ont observé les abeilles dans une arène : marche, immobilité, toilettage, tentatives de vol et temps passé sur le dos. Les effets dépendaient de la concentration et du délai après ingestion. À 5 %, l’organisation de la marche et des arrêts était déjà modifiée sur certains points, alors que le temps total de marche ne diminuait pas significativement pendant la première période observée. Les fortes perturbations du redressement concernaient surtout les concentrations les plus élevées, 50 et 75 %, très éloignées des teneurs mesurées dans les nectars. Il s’agit alors d’abeilles restées sur le dos, qui peinent à retrouver leur position normale : ce signe se distingue d’un simple ralentissement de la marche.

Cette expérience montre pourquoi le mot « tituber » doit être précisé. Marcher moins longtemps, s’arrêter plus souvent et peiner à se redresser sont des manifestations différentes, qui ne surviennent pas forcément ensemble. Un insecte encore capable de marcher peut aussi présenter une modification plus discrète de ses mouvements : une activité persistante ne garantit donc pas l’absence d’effet.

Le vol demande une autre approche. Ahmed et al. (2022) ont filmé à grande vitesse des abeilles volant dans une chambre de vol, après ingestion de solutions à 0 ; 1 ; 2,5 ou 5 % v/v d’éthanol. Les abeilles avaient consommé environ 14 à 20 µL et entraient dans le dispositif quinze minutes après. L’analyse portait sur 33 abeilles, soit huit ou neuf par groupe. À 1 %, la fréquence des battements d’ailes dépassait celle des témoins, y compris dans l’analyse par séquence de vol (p < 0,01), alors que ces abeilles se distinguaient difficilement des témoins à l’œil nu. À 2,5 et 5 %, l’amplitude des battements augmentait. La baisse de fréquence à ces deux concentrations était significative dans l’analyse regroupant tous les battements, mais pas dans celle qui se fonde sur les moyennes par séquence de vol. Or les battements d’une même abeille ne sont pas des observations indépendantes : cette différence d’analyse compte pour l’interprétation. Il s’agit de modifications de la mécanique du vol dans un espace restreint, sans test de retour à la ruche.

Les essais en vol libre complètent ce tableau. Stephenson et al. (2021) ont suivi des butineuses d’une même colonie lors de visites répétées à un nourrisseur artificiel proposant une solution aqueuse de saccharose contenant 0 ; 2,5 ; 5 ou 10 % d’éthanol, selon le groupe. Dans les groupes à 0 ; 2,5 et 5 %, les douze abeilles de chaque groupe ont toutes accompli les dix-huit visites prévues ; à 5 %, l’intervalle entre les visites s’allongeait. À 10 %, des retours étaient encore observés, mais aucune abeille n’a accompli la série complète de dix-huit visites. Dans un groupe exposé progressivement à 2,5 %, puis 5 et 10 %, neuf abeilles sur douze l’ont achevée, ce qui suggère un rôle de l’exposition préalable, sans en identifier le mécanisme. L’arrêt des visites ne signifie pas la mort : une désorientation, des difficultés motrices ou un abandon de cette source peuvent aussi l’expliquer, sans que l’expérience permette de départager ces possibilités. Et comme l’intervalle mesuré inclut le trajet et le séjour dans la colonie, un retard ne peut être attribué entièrement au vol ou à l’orientation. Les mesures de temps de retour portent uniquement sur les visites réalisées ; elles ne décrivent pas le devenir des abeilles qui ne reviennent plus, ce qui limite l’interprétation des performances.

Chez Stauch et al. (2024), les abeilles du groupe à 10 % mettaient elles aussi plus de temps à revenir au nourrisseur. Les auteurs décrivent des difficultés d’atterrissage et d’envol, des chutes et des trébuchements : des observations qualitatives qui accompagnent un résultat quantitatif sur les intervalles de retour. Ce tableau rappelle celui d’une abeille « titubante », mais il fait suite à une alimentation préparée expérimentalement ; il ne prouve ni une ivresse après consommation de fruits ni des difficultés particulières à l’entrée de la ruche.

7.2. Apprentissage et réactions : plusieurs fonctions à distinguer

Une abeille peut continuer à se déplacer tout en traitant moins bien une information. Pour étudier cette possibilité, les chercheurs utilisent notamment le conditionnement de l’extension du proboscis : une abeille immobilisée apprend à associer une odeur à une récompense sucrée, puis tend sa trompe lorsque l’odeur est présentée seule. Ce dispositif permet de séparer certaines étapes de l’apprentissage, à condition de vérifier que l’animal perçoit les stimulations et reste capable de répondre.

Mustard et al. (2008) ont administré 9 µL de solution alcoolisée deux heures avant ce conditionnement. Dans l’essai d’association simple, au troisième passage de l’odeur, environ 91 % des témoins répondaient, contre 52 % des abeilles à 5 % et 28 % à 10 % (figure 1A ). Une partie de l’écart tenait à des abeilles qui ne répondaient jamais à l’odeur, tout en réagissant au contact du sucre. L’essai différentiel incluait aussi la concentration de 2,5 % : la figure 2B  montre déjà, à ce niveau, davantage d’abeilles ne répondant jamais à l’odeur, sans établir de seuil général d’altération. La distinction entre l’odeur récompensée et l’autre était acquise dès le deuxième passage à 2,5 et 5 %, contre le troisième à 10 %. Lorsque l’éthanol était donné après l’apprentissage, les chercheurs ne détectaient pas de baisse du rappel à vingt-quatre heures : une exposition avant l’acquisition et une exposition après l’apprentissage n’ont donc pas les mêmes conséquences.

Figure 1A et 2B (Mustard et al. (2008))

Ces résultats indiquent une action sur l’apprentissage et le traitement sensoriel ; ils ne justifient pas pour autant la formule « l’abeille perd la mémoire ». Acquisition, discrimination et rappel sont des fonctions distinctes. Le niveau de réponse peut aussi dépendre de la motivation ou de l’état moteur ; les expériences qui contrôlent ces facteurs permettent d’affiner l’interprétation.

Une étude récente apporte un contraste pour des essais à faible concentration. Golański et al. (2026) ont donné 10 µL de solution à 1 % à des butineuses porteuses de pollen. Une heure plus tard, leurs réponses à des odeurs ambiguës, dans un test de biais de jugement, ne différaient pas significativement de celles des témoins. Un essai séparé ne montrait pas non plus de différence significative pour la vitesse de marche, la distance parcourue ou la sinuosité, alors que l’éthanol était détecté dans l’hémolymphe d’autres abeilles exposées de la même manière. Une exposition interne ne se traduit donc pas forcément par une perturbation détectable dans chaque test ; ces résultats ne constituent toutefois pas une démonstration d’équivalence entre les groupes.

Les réactions défensives demandent la même précision. Après une prise orale d’éthanol, Giannoni-Guzmán et al. (2014) ont observé chez des abeilles immobilisées une hausse du seuil électrique nécessaire pour déclencher une extension régulière du dard, ainsi que davantage de réponses irrégulières aux fortes concentrations. Dans leur expérience d’évitement d’une zone associée à un choc, les indicateurs d’apprentissage n’étaient pas tous détériorés de la même façon. Un réflexe modifié ne se résume donc pas à « davantage d’agressivité », et il ne renseigne pas sur le comportement des gardiennes face à une butineuse exposée. L’agressivité a toutefois été testée directement dans une autre étude, connue ici par son seul résumé : des abeilles africanisées en vol libre, à qui l’on offrait une solution à 20 % devant leurs ruches, sont devenues si agressives que l’essai a été interrompu après cinq heures, alors que des abeilles immobilisées ne montraient aucun effet (Abramson et al., 2004). L’effet dépend donc du contexte ; la concentration utilisée dépasse de loin les teneurs naturelles mesurées, et la transposition aux abeilles européennes reste à vérifier.

7.3. Interactions sociales et signaux chimiques

Chez un insecte social, les conséquences peuvent dépasser l’individu. Wright et al. (2012) ont observé pendant trente minutes des rencontres entre deux ouvrières d’une même colonie, dans une boîte de Petri. L’une des deux avait reçu, deux heures auparavant, 9 µL de solution à 5 ou 10 %. L’exposition modifiait les contacts antennaires et l’enchaînement des ouvertures de mandibules ; à 10 %, celles-ci étaient notamment plus souvent répétées, sans être forcément suivies d’un échange de nourriture.

La trophallaxie persistait. Des receveuses mises en contact avec des donneuses préalablement nourries d’éthanol présentaient elles aussi des changements moteurs. Les auteurs y voient un possible transfert par la nourriture ; une mesure chimique chez les receveuses permettrait de le distinguer d’un effet du comportement modifié de la donneuse. Ce qui est directement observé, ce sont des interactions perturbées (Wright et al., 2012).

Mixson et al. (2010) complètent ce tableau avec des observations dans la ruche après administration directe à des butineuses d’une solution de saccharose à 1,5 M (1,5 mol/L, soit environ 513 g de saccharose par litre de solution finale), contenant 2,5 % m/v d’éthanol (2,5 g pour 100 mL de solution finale). D’après leur résumé, les épisodes de marche et de repos ainsi que les contacts trophallactiques étaient plus courts, sans différence détectée dans la fréquence relative ni dans la proportion du temps consacrée aux comportements étudiés. Des contacts plus brefs ne renseignent pas directement sur la quantité de nourriture transférée ni sur le fonctionnement global de la colonie ; ces résultats sont ici rapportés à partir du seul résumé original.

Chez l’abeille, deux danses remplissent des fonctions différentes. La danse frétillante indique la direction et la distance d’une ressource et recrute d’autres butineuses. La danse tremblante contribue à ajuster le travail à l’intérieur de la ruche : elle stimule la participation d’ouvrières à la réception du nectar, notamment lorsqu’une butineuse peine à trouver une receveuse pour décharger son jabot (Seeley et al., 1996). Elle constitue donc un signal normal de régulation du travail, dont l’apparition ne suffit pas à diagnostiquer une intoxication.

Un travail antérieur rapporte une modification de ces comportements après récolte à un nourrisseur alcoolisé : une réduction de l’activité de danse frétillante, davantage de danses tremblantes, d’échanges de nourriture et de nettoyage corporel (Božič et al., 2006). Pour cet article, seuls ces constats, tirés du résumé original, ont pu être vérifiés ; le détail des effets par dose et leur portée sur le recrutement restent à contrôler dans le texte intégral.

Les signaux chimiques offrent une autre piste. Dans une expérience en cage sur de jeunes ouvrières, saines ou infectées par Nosema ceranae, Porrini et al. (2020) ont inclus un régime contenant 3,2 % d’éthanol. Après treize jours, ce régime avait fortement augmenté la quantité d’oléate d’éthyle, un composé associé à la régulation de l’entrée en butinage, sans effet supplémentaire significatif sur la survie pendant cette période. Une modification chimique peut donc exister sans différence de survie détectée. Le démarrage du butinage et les interactions entre ouvrières n’étaient pas observés. L’expérience met donc en évidence une modification d’un signal chimique ; elle ne démontre ni une amélioration de la santé des abeilles infectées ni un changement effectif de la répartition des tâches dans la colonie.

Ces travaux documentent des effets individuels et sociaux dans leurs dispositifs respectifs. Pour en déduire des conséquences dans une colonie naturellement exposée (recrutement, organisation du travail ou production), il faudrait des mesures à cette échelle.

7.4. Expositions répétées et survie : des résultats contrastés aux faibles doses

Les effets immédiats ne résument pas ceux d’une alimentation répétée. Rasmussen et al. (2021) ont suivi en cage des abeilles d’hiver issues de deux colonies, nourries avec un régime contenant 1 % v/v d’éthanol. Leur survie était réduite par rapport aux témoins sur une période d’observation allant jusqu’au 41e jour. Ce résultat porte sur un apport prolongé et sur des ouvrières à longue durée de vie ; il ne décrit pas l’effet d’une visite ponctuelle sur un fruit.

Ostap-Chęć et al. (2024) ont également observé un coût avec un régime à 1 %. L’exposition commençait à l’âge de 21 jours et durait 21 jours. À la fin, la survie était de 79 % chez les témoins, de 65 % lorsque l’éthanol était proposé tous les trois jours et de 41 % lorsqu’il était présent chaque jour (intervalles de confiance à 95 % : 77–81 %, 62–68 % et 38–44 %). Dans ce protocole, qui comptait douze cages par régime, la fréquence d’exposition jouait donc un rôle.

L’année suivante, les mêmes auteurs ont obtenu un résultat différent chez des ouvrières exposées dès l’âge de 10 jours, pendant 14 jours. Le dispositif comparait un régime sans éthanol, un choix entre 0 et 0,5 % et une alimentation à 1 %. La survie finale était de 65, 59 et 60 %, sans différence statistiquement significative ; l’endurance mesurée sur un manège de vol ne différait pas non plus significativement (Ostap-Chęć, Bajorek, et al., 2025). Ce dispositif mesure un vol attaché, pas la capacité à retrouver la ruche, et l’absence de différence significative ne démontre pas l’équivalence des régimes.

Ces études ne sont pas des répétitions identiques dont l’une invaliderait l’autre : âge, durée, régime sucré, densité des cages et possibilité de choisir différaient. Plusieurs facteurs peuvent expliquer le contraste, sans que l’âge puisse être désigné comme seule cause. Le constat utile est plus précis : une même concentration dans l’aliment peut être associée à des résultats différents selon l’historique de l’exposition et la fonction étudiée.

L’état sanitaire peut aussi modifier le tableau. Dans un essai de choix, des abeilles infectées par Nosema ceranae consommaient une proportion plus élevée d’aliment contenant de l’éthanol. Toutes les conditions comportaient cependant un accès à l’alcool : ce résultat ne démontre pas un bénéfice par rapport à une alimentation entièrement sans éthanol (Ostap-Chęć, Antoł, et al., 2025). Une autre expérience a observé une moindre mortalité chez des abeilles infectées à certaines faibles doses, sans avantage comparable chez les abeilles saines. Le suivi de dix jours, des incohérences dans la désignation des doses et les limites de l’analyse par cages imposent la prudence (Kuszewska, 2025). Ces résultats suggèrent des réponses dépendantes de l’état sanitaire ; ils ne justifient ni de conclure à une automédication ni de donner de l’alcool aux colonies.

L’exposition répétée peut aussi modifier la réponse elle-même. Chez de jeunes ouvrières exposées chaque jour à des vapeurs d’éthanol, les troubles moteurs diminuaient au fil des jours chez les individus retenus pour l’analyse, qui avaient tous survécu jusqu’au dernier test. Ce résultat soutient une tolérance comportementale dans ce protocole, sans établir l’induction d’un mécanisme métabolique (Miler et al., 2018). Dans une autre étude en cage, après vingt et un jours d’alimentation à 1 % v/v, un arrêt de trois jours s’accompagnait d’une légère hausse de mortalité par rapport aux témoins jamais exposés et était suivi d’une consommation accrue lors d’un nouveau test (Ostap-Chęć et al., 2021). Les auteurs interprètent ces résultats comme des signes de sevrage. Le groupe exposé progressivement chez Stephenson et al. (2021) suggère également un rôle de l’exposition préalable. Des butineuses régulièrement exposées pourraient donc réagir autrement que des abeilles naïves ; cette possibilité n’a pas été testée sur le terrain.

Une prépublication (preprint) de septembre 2026 complète ce tableau. Miler et al. (2026) ont exposé pendant huit jours des ouvrières de trois colonies à six régimes, de 0 à 10 % v/v. À 2 %, les trajets de marche devenaient plus sinueux ; à 10 %, les cinq paramètres locomoteurs étaient modifiés. Les autres contrastes locomoteurs n’étaient pas statistiquement significatifs. Pour la survie, le test global distinguait les régimes, mais la comparaison ajustée entre 10 % et le témoin restait incertaine, son intervalle de confiance incluant zéro. Ces résultats portent sur des ouvrières probablement plus jeunes que les butineuses actives, d’âge individuel inconnu. La version examinée pour cet article est une prépublication non évaluée par les pairs ; ces résultats restent provisoires.

La distinction entre un changement subtil et une incapacité visible traverse ainsi toute cette littérature. Un battement d’ailes modifié, une marche plus sinueuse, une association moins bien apprise et une survie réduite sont des effets différents ; aucun ne fournit à lui seul une limite universelle d’ivresse ou de sécurité. Les expériences montrent que l’éthanol peut perturber plusieurs fonctions de l’abeille. Pour attribuer à ce composé un trouble observé sur le terrain, il faut encore établir l’exposition correspondante et examiner les autres causes possibles. C’est l’objet du chapitre suivant : « alcool, intoxication ou maladie ? ».

► Deuxième partie : Les conséquences pour la pratique

8. Alcool, intoxication ou maladie ?

Une abeille titube sur un fruit, tombe d’une fleur ou avance péniblement devant sa ruche. L’image évoque spontanément l’ivresse.

8.1. Des signes semblables, des causes différentes

La formule « alcool, intoxication ou maladie ? » appelle d’abord une précision : une intoxication éthylique reste une intoxication. Dans ce chapitre, le mot « intoxication », lorsqu’il est opposé à l’alcool, désigne une exposition à d’autres substances, notamment des pesticides ou des toxines naturelles. Ces catégories peuvent se recouper : la mise en évidence d’un agent infectieux n’écarte pas une exposition chimique, et la présence d’un composé dans l’alimentation ne prouve pas qu’il explique les troubles.

Les difficultés de locomotion illustrent cette ambiguïté. Chez des ouvrières d’Apis mellifera, une dose orale unique de thiaméthoxame, un insecticide de la famille des néonicotinoïdes, a modifié l’activité, puis augmenté les chutes et les difficultés à grimper, avec des effets qui dépendaient du délai après l’administration (Tosi & Nieh, 2017). Il s’agissait d’une exposition contrôlée à un pesticide, sans éthanol : tomber ou peiner à se déplacer n’est donc pas une signature de l’ivresse. Ce résultat ne désigne pas pour autant ce pesticide comme responsable d’un épisode donné au rucher.

Le fruit visité peut aussi être une voie d’exposition à d’autres substances. Un article de la Schweizerische Bienen-Zeitung sur la drosophile à ailes tachetées attire l’attention sur les abeilles qui récoltent le jus de fruits mûrs endommagés dans des cultures susceptibles de recevoir des insecticides (Volles, 2015). Un bulletin technique luxembourgeois mentionne également les baies endommagées visitées par les abeilles dans ses précautions d’emploi d’un insecticide (Institut viti-vinicole, 2020, p. 3). Ces documents invitent à documenter les traitements et leur chronologie, en plus de la fermentation éventuelle. La présence de fruits ne privilégie donc pas, à elle seule, l’hypothèse de l’alcool ; une exposition conjointe resterait à mesurer.

La paralysie chronique, associée au virus CBPV, mérite une attention particulière. Elle peut se manifester par des tremblements, des abeilles qui rampent et une incapacité à voler. Une autre forme se traduit par des abeilles dépilées, sombres et luisantes, parfois repoussées par les gardiennes. Les deux formes peuvent coexister : toutes les abeilles malades ne présentent donc pas l’aspect typique des « petites noires » (FNOSAD, 2014). Une abeille chassée de l’entrée ne prouve pas non plus que les gardiennes reconnaissent les butineuses « ivres ». Les sources examinées ne démontrent ni un contrôle spécifique de l’alcool par les gardiennes ni une exclusion systématique des abeilles qui en ont consommé. Lors d’un pillage simulé, les gardiennes deviennent aussi plus restrictives envers des abeilles de leur propre colonie, sans aucune administration d’éthanol (Couvillon et al., 2008). Un rejet à l’entrée signale donc une interaction, dont la cause doit être examinée dans son contexte.

Les ressources elles-mêmes peuvent aussi agir autrement que par leur teneur en alcool. Seeburger et al. (2020) ont observé, chez des abeilles nourries en cage avec un aliment riche en mélézitose, un abdomen gonflé, des déplacements difficiles, des mouvements anormaux et une mortalité accrue. Le mélézitose est un sucre présent dans certains miellats. Les conditions de l’essai, notamment le confinement sans possibilité de sortir pour déféquer, limitent toutefois l’extrapolation au terrain. Cette expérience révèle une autre voie possible vers des troubles moteurs ; elle ne fournit ni un critère visuel de diagnostic ni la preuve que des abeilles titubantes près d’une forêt en souffrent.

Un exemple classique d’attribution trompeuse vient des tilleuls. Les bourdons trouvés morts ou engourdis sous les tilleuls argentés en fin d’été ont longtemps été attribués à un nectar toxique. Une synthèse n’a pas trouvé de preuve expérimentale de cette toxicité et privilégie la famine (Koch & Stevenson, 2017). Chez des bourdons rampant sous des tilleuls à petites feuilles, les différences métaboliques mesurées dans les muscles indiquaient un déficit énergétique, observé notamment par matinées fraîches (Lande et al., 2019). Un comportement frappant près d’une ressource ne révèle donc pas, à lui seul, sa cause.

Certains constituants naturels du nectar peuvent néanmoins être toxiques. Des expériences plus anciennes avaient déjà montré que différents composés végétaux pouvaient modifier la prise alimentaire ou provoquer une mortalité chez l’abeille domestique (Detzel & Wink, 1993). Une solution contenant de la grayanotoxine I à une concentration mesurée dans le nectar de Rhododendron ponticum a provoqué une forte mortalité chez des abeilles domestiques au laboratoire (Tiedeken et al., 2016). Il s’agit d’une exposition contrôlée à un composé végétal, distincte de l’éthanol. La plante visitée et ses constituants doivent donc être identifiés ; la seule présence d’abeilles en difficulté sur une fleur ne permet pas de désigner la substance responsable.

8.2. Documenter l’épisode avant de lui donner un nom

La démarche la plus utile commence par une description : « trois abeilles tombent après avoir tenté de décoller » en dit plus que « trois abeilles sont ivres ». Une courte vidéo peut montrer la posture, les mouvements des ailes, les tentatives de vol ou les interactions avec d’autres abeilles. Il importe aussi de préciser le lieu : fruit, fleur, sol, intérieur ou entrée de la ruche. Les observations faites loin du rucher ont leur propre intérêt : les troubles ne se limitent pas à ce qui apparaît sur la planche d’envol.

Quelques questions permettent ensuite d’établir une chronologie. Quand les premiers signes sont-ils apparus ? Combien d’abeilles et de colonies sont concernées, et sur quelle durée ? L’épisode se répète-t-il ou s’aggrave-t-il ? Y a-t-il des cadavres, des abeilles dépilées, des modifications du couvain ou un affaiblissement de la colonie ? Quelles ressources sont réellement visitées ? Quels changements de météo, nourrissements, traitements apicoles ou interventions agricoles sont connus, et à quelles dates ?

L’examen de l’environnement peut inclure les fruits tombés ou endommagés, les tas de marc de raisin, les déchets de fruits, les restes de sirop accessibles et les appâts des pièges voisins. Il faut noter les visites réellement observées, leur date et leur durée, si possible avec des photographies. La proximité d’une ressource susceptible de fermenter indique un lieu à examiner ; elle ne démontre ni sa consommation ni une intoxication.

Cette collecte rejoint la démarche vétérinaire décrite par Dittes et al. (2020), qui associe l’historique de l’épisode, l’environnement, l’examen de la colonie et les analyses. Le tableau suivant organise les hypothèses : il propose une lecture des observations, pas une grille diagnostique validée.

Ces informations prennent leur sens ensemble. Plusieurs colonies touchées peuvent orienter vers une exposition partagée, sans désigner l’agent responsable. Un épisode bref, une récupération apparente ou l’absence de cadavres ne suffisent pas à confirmer l’alcool ; à l’inverse, l’absence de fruits visibles n’exclut pas toute exposition à l’éthanol. Le but est de rendre les hypothèses vérifiables, sans transformer chaque indice en verdict.

8.3. Ce que les analyses permettent de conclure

Un résultat de laboratoire répond à une question précise. La recherche du CBPV peut mettre en évidence le virus et quantifier sa présence. Une infection peut toutefois être détectée sans maladie apparente : le résultat doit être confronté aux signes, à la charge virale et à l’état de la colonie (Dittes et al., 2020). De même, un résidu de pesticide atteste une exposition dans la matrice analysée ; pour lui attribuer les troubles, il faut encore examiner la quantité, le moment de l’exposition et la concordance avec l’épisode. Une analyse négative ne vaut que pour les substances recherchées, dans les limites de la méthode et de l’échantillon.

Pour l’alcool, la distinction entre ressource, jabot et tissus reste essentielle. Un dosage positif dans le jus d’un fruit confirme une source potentielle. Un dosage dans le jabot renseigne sur son contenu, pas directement sur la concentration qui atteint le système nerveux (Antoł et al., 2025). Les mesures dans l’hémolymphe montrent qu’une exposition interne peut être étudiée, mais ne fournissent pas, à elles seules, de seuil permettant de diagnostiquer l’ivresse d’une abeille de terrain (Božič et al., 2007). Une comparaison avec des abeilles sans signes, observées dans des conditions comparables, renforcerait l’investigation ; elle devrait être organisée avec les chercheurs et le laboratoire concernés.

Écarter certaines maladies ou certains pesticides ne confirme donc pas l’éthanol. L’alcool ne doit pas devenir l’explication par défaut. Cette règle de raisonnement ne présume pas que son rôle soit rare : sa fréquence dans les épisodes naturels reste précisément inconnue.

Lorsqu’un épisode touche de nombreuses abeilles, se répète ou s’accompagne d’un affaiblissement, la documentation doit servir une investigation sanitaire. En Suisse, les recommandations publiées sur abeilles.ch invitent à signaler immédiatement toute suspicion d’intoxication au Service sanitaire apicole et à contacter l’inspecteur des ruchers dès que possible (abeilles.ch, s. d.). En France, l’Observatoire des mortalités et des affaiblissements de l’abeille mellifère (OMAA) propose un guichet régional qui oriente les investigations là où il est déployé ; ailleurs, il convient de s’adresser à l’interlocuteur sanitaire local compétent (Ministère de l’Agriculture, 2025). Les modalités de prélèvement et de conservation sont à convenir avec les intervenants et le laboratoire, selon les analyses envisagées.

Une observation bien décrite garde ainsi sa valeur, même lorsque la cause reste ouverte : elle peut aider à prendre en charge un problème sanitaire et, si les mesures nécessaires sont réunies, contribuer à tester l’hypothèse de l’alcool en conditions naturelles.

8.4. Les effets indésirables des pièges improvisés

La lutte contre le frelon asiatique peut elle-même avoir des effets indésirables lorsqu’on utilise des  pièges bricolés, non sélectifs ou installés sans l’autorisation requise.

Des essais de pièges et d’appâts documentent la capture et la mort d’insectes non ciblés, dont des abeilles et d’autres pollinisateurs (Lioy et al., 2020). Protéger les colonies demande donc aussi de considérer les conséquences des moyens employés.

Les appâts alcoolisés soulèvent une question supplémentaire. Dans un bilan technique, le Centre wallon de Recherches agronomiques rapporte que des abeilles prélevaient des appâts contenant du vin et de la bière, ainsi qu’un attractif commercial contenant de l’éthanol (Bastin et al., 2024). La présence d’alcool dans le mélange n’en détourne donc pas forcément les abeilles. Une exposition susceptible de modifier leur comportement est envisageable, mais aucune étude identifiée ne démontre une intoxication au trou de vol après la visite d’un tel piège. Ces observations techniques ne mesurent ni la dose absorbée ni ses effets sur les visiteuses.

Pour l’apiculteur, le message pratique est de ne pas improviser le piégeage : il convient de suivre les recommandations locales et de respecter les éventuelles exigences d’autorisation. En Suisse, les recommandations 2026 ne préconisent pas le piégeage printanier comme mesure générale ; elles envisagent des essais localisés, temporaires et scientifiquement encadrés, conformes à la législation cantonale (Groupe de travail Frelon asiatique, 2026, section 6.5). Le cadre applicable doit donc être vérifié auprès des interlocuteurs locaux compétents.

Les interactions avec les insectes non ciblés doivent aussi être surveillées. Des abeilles qui prélèvent l’appât, restent prisonnières ou se noient doivent conduire à réexaminer le dispositif. Des troubles observés à l’entrée de la ruche demandent, eux, une investigation sans attribution automatique à l’alcool.

8.5. Prévenir l’altération des aliments de nourrissement

Le Service sanitaire apicole recommande de ne pas distribuer de sirop fermenté et d’utiliser des nourrisseurs propres (Tschuy, 2018). L’eau sucrée préparée à la maison se conserve peu de temps ; elle doit être préparée en quantités adaptées à une consommation rapide. Pour les sirops achetés, respecter les conditions de conservation et la date limite indiquées, et éviter l’exposition directe au soleil (Jans, 2020). Contrôler l’aliment avant sa distribution et retirer du nourrissement un sirop présentant des signes d’altération.

Cette précaution porte sur la qualité de l’aliment. Elle ne suppose pas de connaître sa teneur exacte en éthanol et ne permet pas d’affirmer que l’alcool explique à lui seul la nocivité d’un sirop altéré. Si des troubles apparaissent après un nourrissement, noter le produit, le lot, la préparation, le stockage et la date de distribution, puis convenir avec le service sanitaire des prélèvements utiles.

9. Au rucher et sur le terrain : observations et questions ouvertes

Les travaux expérimentaux ont établi que l’éthanol peut modifier plusieurs fonctions chez l’abeille, et l’analyse des ressources naturelles montre qu’elle peut le rencontrer dans son environnement.

9.1. Des indices de terrain à interpréter dans leur contexte

Le rapport australien sur les eucalyptus mellifères offre un rapprochement intéressant : l’éthanol y a été mesuré dans le nectar, et le premier prélèvement de wandoo suivait une période de troubles signalés chez les abeilles. Mais les analyses ne relient pas, au même moment, le nectar consommé, l’exposition interne des abeilles symptomatiques et leur comportement (Birtchnell & Gibson, 2008, p. 31–38). Le rapprochement écologique est réel ; l’attribution à l’alcool reste à établir.

Un autre exemple concerne une orchidée européenne, Epipactis helleborine. Dans huit populations de Basse-Silésie, Jakubska et al. (2005) ont étudié les visiteurs des fleurs et la composition du nectar. Les auteurs signalent de l’éthanol dans les extraits analysés, sans en quantifier la concentration. Apis mellifera figure parmi les visiteurs, mais les difficultés de vol explicitement décrites concernent des bourdons et des guêpes du genre Vespula, sans être clairement attribuées à l’abeille domestique. Les auteurs évoquent aussi un rôle d’autres constituants du nectar, sans isoler leurs effets respectifs (Jakubska et al., 2005, p. 135–138).

Cette étude rapproche donc une ressource naturelle, sa chimie et des observations d’insectes, sans démontrer ni une dose d’éthanol absorbée ni une ivresse naturelle d’Apis mellifera. Elle rappelle surtout deux exigences : identifier l’espèce qui présente les signes, et distinguer la présence d’un composé de son rôle causal dans un mélange.

Les témoignages apicoles ont une autre valeur. Un récit situé, daté et décrivant un comportement précis peut signaler un phénomène à étudier. Son intérêt dépend de ce qu’il consigne : la ressource, le lieu, la chronologie, les signes et les conditions d’observation. Une formule comme « elles avaient trop bu » ajoute déjà une cause à la description. Et plusieurs pages reprenant la même histoire ne font pas plusieurs observations indépendantes. L’encadré ci-dessous montre comment tirer parti d’un témoignage sans lui demander une preuve qu’il ne peut fournir.

Dans les sources examinées pour cet article, aucune étude identifiée ne réunit chez l’abeille domestique une ressource naturellement fermentée, une prise alimentaire attribuée, une exposition interne mesurée et un effet correspondant. Cette lacune ne prouve pas l’absence du phénomène ; elle délimite ce que les sources consultées permettent aujourd’hui d’affirmer.

9.2. Relier la ressource, l’exposition et les effets

Pour progresser, il faudrait suivre la chaîne ressource → ingestion → exposition interne → effet dans des conditions naturelles bien documentées. Première étape : mesurer le nectar ou le jus effectivement récolté, au moment où les abeilles le visitent. Il faudrait des prélèvements répétés, car une valeur isolée décrit un échantillon, alors que la question porte sur l’exposition au fil du butinage. La teneur en sucres et les autres changements de la ressource aideraient à en interpréter l’intérêt alimentaire et la composition.

Deuxième étape : attribuer l’ingestion à des abeilles identifiées, puis distinguer le contenu de leur jabot de l’éthanol parvenu dans leurs tissus. Les travaux sur le jabot et les dosages expérimentaux dans l’hémolymphe montrent l’importance de cette distinction (Antoł et al., 2025 ; Božič et al., 2007). Observations et analyses devraient aussi être synchronisées : une mesure faite après la disparition des signes ne renseigne pas forcément sur l’exposition au moment où ils se manifestaient. Comme certains prélèvements empêchent de suivre ensuite le même individu, le plan d’étude devrait préciser quels comportements et quelles mesures chimiques peuvent réellement être associés.

Les effets recherchés devraient dépasser la seule titubation : on pourrait quantifier les déplacements, les décollages ou les atterrissages, mais aussi la récolte, les interactions sociales ou des performances cognitives mesurables sur le terrain. Le choix du critère importe, car l’absence de chute visible n’exclut pas un effet plus discret. Des abeilles sans signes, des ressources comparables et plusieurs colonies indépendantes offriraient des comparaisons utiles ; l’état sanitaire, la météo et les autres expositions devraient être examinés dans le même cadre.

À l’inverse, des mesures répétées, suffisamment sensibles et réalisées au moment des troubles, qui ne retrouveraient pas l’exposition à l’éthanol attendue, affaibliraient cette hypothèse pour les conditions étudiées. La portée d’un résultat négatif dépendrait des substances recherchées, du délai de prélèvement et des limites de la méthode.

Le retour à la ruche mérite un dispositif particulier. Des expériences ont déjà mesuré les retours ou les intervalles entre visites après une alimentation artificiellement alcoolisée (Stauch et al., 2024 ; Stephenson et al., 2021). Ces intervalles ne séparent toutefois pas le vol, le séjour dans la colonie et les autres activités. Pour imputer une difficulté à l’orientation plutôt qu’à la motricité ou à une interruption de la récolte, il faudrait suivre les trajectoires et les étapes du déplacement. Et une abeille qui ne revient pas au dispositif ne peut être déclarée morte sur ce seul constat.

À l’échelle de la colonie, les effets sur la reproduction restent à étudier. Dans une note préliminaire portant sur deux colonies, une seule reine a reçu 20 µL de solution à 10 % d’éthanol, l’autre servant de témoin. Les auteurs rapportent un début de ponte retardé d’au moins un jour, puis le remplacement de la reine exposée après deux semaines (Cakmak et al., 2009). Avec un seul cas exposé et un témoin dont la reine a ensuite été retirée, cette observation ne permet pas d’attribuer à l’éthanol une diminution générale de la population ni de prédire des pertes hivernales. Elle invite à examiner la reproduction dans des essais répliqués ; elle ne porte pas sur le nourrissement avec du sirop fermenté.

Enfin, démontrer un cas et estimer une fréquence sont deux objectifs distincts. Un épisode bien documenté pourrait établir qu’une intoxication éthylique naturelle se produit. Pour savoir si elle est fréquente, il faudrait aussi connaître le nombre de visites, d’abeilles ou de colonies observées sans troubles, et répéter les observations en plusieurs lieux et à plusieurs périodes. La présence de vergers ou de vignes justifie une enquête, sans mesurer un risque. Une fréquence particulière en Suisse, en France ou ailleurs reste donc une hypothèse à tester.

Les observations apicoles peuvent contribuer à cette recherche en faisant émerger des situations répétées et précisément décrites. Leur apport grandit lorsqu’elles rencontrent un protocole capable de vérifier l’exposition et d’examiner les causes concurrentes. C’est ce passage de la scène observée au lien mesuré qui permettrait de répondre à la question de l’ivresse naturelle avec la même précision que les expériences de laboratoire.

10. Conclusion — Une possibilité biologique, une attribution à démontrer

Au laboratoire, l’éthanol peut provoquer chez l’abeille des perturbations neurocomportementales. Dans la nature, plusieurs facteurs peuvent agir simultanément : les ressources visitées, les doses reçues, l’état sanitaire et les autres expositions rendent l’attribution des troubles à une cause précise plus difficile.

Dans la nature, de l’éthanol a été mesuré dans des nectars et des jus de fruits (Hall et al., 2017 ; Maro et al., 2026). Les observations de terrain rendent pertinente l’hypothèse d’une intoxication éthylique. Mais les études examinées ne relient pas encore complètement, chez Apis mellifera, la ressource consommée, la dose interne et le comportement correspondant, et la fréquence du phénomène reste inconnue. Des mesures associant ces étapes permettraient de préciser le rôle de l’alcool en conditions naturelles.

Au rucher, la question « alcool, intoxication ou maladie ? » doit donc ouvrir une investigation. L’éthanol est lui-même un agent d’intoxication, et plusieurs causes peuvent coexister. Une abeille qui titube mérite une observation précise ; un trouble collectif, une évaluation sanitaire. L’alcool ne doit pas devenir l’explication par défaut. La prévention a aussi sa place : préserver la qualité des aliments de nourrissement et éviter les effets indésirables de pièges improvisés. La question féconde est celle qui relie les signes observés à une exposition démontrée.

 

 

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Voir aussi :

• Aide-mémoire : 3.1.2 Intoxication d’abeilles
• La paralysie chronique
• Aide-mémoire : 3.1.1 Feuille de protocole Intoxication d’abeilles
• Aide-mémoire : 4.2 Nourrissement
• Apprendre avec un cerveau miniature : ce que l’abeille révèle aux neurosciences

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